三维显微成像

“为了更关键的可行性验证，我们需要直接在人体上采集活体成像数据。不过毕竟仪器还处于实验室里的工程样机阶段，搬去临床科室的条件尚不成熟。这时候伊丽莎白希尔曼 （Elizabeth M. C. Hillman）教授当仁不让地站出来，成为了 Medi-SCAPE 系统的第一位志愿者。”中国科学技术大学特任研究员梁文轩回忆道，“这样的成像实验我们至少做了三次，每次都持续三四个小时，全都是希尔曼 教授自己做受试。因为她坚持表示，在充分验证安全性之前，必须由她自己承担风险。”梁文轩博士（图片来源于网络）2022 年春季，他选择回国加入中国科学技术大学。在此之前，其在美国哥伦比亚大学祖克曼研究所从事博士后研究。针对临床对在体实时三维病理学显微成像的需求，他研制了小型化的扫掠共焦对准的平面激发（swept confocally-aligned planar excitation，SCAPE）原型系统，并通过实验探索了其在实时在体病理学成像领域的应用潜力。2022 年 3 月 28 日，相关论文以《高速光片显微镜用于原位获取活体组织的体积组织学图像》（High-speed light-sheet microscopy for the in-situ acquisition of volumetric histological images of living tissue ）为题发表在 Nature Biomedical Engineering 上 [1]。图丨相关论文（来源：Nature Biomedical Engineering）实时在体三维病理学成像的需求组织病理学在医院各科室的疾病诊疗中应用广泛，是包括各种癌症在内的绝大多数临床疾病的诊断金标准。常规的组织病理学检查首先需要活检取材，即通过开放式活检、内窥镜活检、穿刺活检等方式，在（疑似）病变区域切取小块组织样本，然后将该组织样本送检病理科，之后经过固定、脱水、浸蜡、包埋等一系列处理步骤制成病理切片，并将其放在光学显微镜下，观察组织的微观结构与细胞形态，从而分析和获取相关的病理学诊断信息。不过，需要说明的是，这套传统的标准流程也存在一定的局限。首先是得到病理准确结果的等待时间长，至少要十几个小时。后来临床中发展出了术中冰冻病理切片，简化了组织处理的步骤，但依然需要大概 20 分钟，所以无论是常规的组织病理还是术中冰冻病理，都不适合需要实时诊疗反馈的场景。其次，活检取材加病理学切片观察本质上是离体的观测手段，难免会切除正常组织，影响患者体验和术后恢复。此外，离体的活检组织会失去其在体时的代谢和功能动态，而这些信息却对判断活体组织的状态和病变程度来说颇具价值。因此，需要探寻一种更为理想的解决方案。比如，研发一种在体、原位的光学显微成像方法，在不切除组织的情况下，能够直接可视化活体组织的三维微观结构乃至其功能动态，给医生提供实时或者至少是即时的组织病理学级别的图像信息。这样既可以在肿瘤切除手术中为医生提供实时的诊断反馈，推动提升手术的精准度和疗愈率，也可以在诸如早癌筛查、治疗随访等临床场景中，辅助医生更准确、更快速地评估待探查组织的健康或病变状况，及时采取相应的诊疗措施，在保证检测准确率和灵敏度的前提下，尽量减少对正常组织的损伤，最终改善诊疗效率和患者体验。据介绍，临床上现有的各种手术显微镜和内窥镜，大多是基于宽场照明的反射光显微镜，只能拍摄组织表面的形态，无法可视化皮下（或黏膜下）的组织形态。因此，要想在不切片的前提下直接获取厚生物样本（即使仅有几十微米厚）的三维层析图像，也即实现对原位在体组织的三维显微成像，需要开发具有光学层析能力的三维光学显微成像方法。过去几十年来，具备光学层析能力的活体显微成像技术取得了诸多进展，诞生了多种不同的成像机制。其中，与病理学显微成像密切相关的主要有两大类。第一类是基于“点扫描光学层析”的显微成像，典型代表包括共聚焦（反射或荧光）显微镜、双光子荧光显微镜等。但其成像速度不足，易受活体组织运动的影响，难以实施大范围或者三维扫描成像。第二类是光片荧光显微镜，也被称为层状光选择照明显微镜。但由于其狭窄的样本空间，这种显微镜不适用于临床场景的活体组织成像。所以，理想的适合于实时在体病理学成像的显微成像技术应该具备以下几个方面的特征。第一，能够实现“无需切片、胜似切片”的三维成像效果的光学层析能力。第二，微米级别的空间分辨率。第三，可以兼容不同的组织形状和前视式成像架构的开放的样本空间。第四，拥有尽可能高的三维体积成像速度，以有效对抗活体组织运动的干扰，使得快速、大范围、三维全景成像成为可能，为临床诊疗提供更丰富、更全面的图像引导。探索 SCAPE 显微术于实时在体病理学成像领域的应用据介绍，基于前述的临床需求和现有成像技术的局限，在导师的指导下，他所在的团队启动了将 SCAPE 显微成像技术应用于实时在体病理学成像的探索，并将此研究项目称之为 Medi-SCAPE。作为扫描斜光片三维显微成像方法的代表，SCAPE 显微术由希尔曼 课题组于 2015 年率先提出。简单来说，其基本的工作原理是，使用单个主物镜既产生（相对于主光轴）倾斜的激发光片，又收集光片所激发的荧光，即同一个物镜以“双肩挑”的方式既用作激发物镜也用作探测物镜，从而将传统光片显微镜的正交双物镜架构简化为 SCAPE 的单物镜前视式架构。在继承正交光片显微成像的光学层析能力的基础之上，SCAPE 显微镜的第一个优势是提供了开放的样本空间。无论是线虫、斑马鱼、果蝇等模式动物，还是人体的器官和组织，只要能放置于主物镜前面，就可以实施三维成像，视野范围大约为 0.8 毫米见方 0.3 毫米深。其单物镜前视式架构与宽场手术显微镜和内窥镜一致，天然适合临床中的实时在体成像需求。不仅如此，SCAPE 显微镜还巧妙引入了远程光片扫描与去扫描机制，整机除了扫描振镜以外，没有其他的机械运动部件，可以在主物镜与样本保持相对静止的前提下完成高速三维成像，极大程度地提升了二维帧率和三维体积率的上限。在实际中，受限于科研级互补金属氧化物半导体相机的帧率，现行 SCAPE 显微镜的体积率大约在 10 体积/秒左右，相较点扫描模式而言，已经有数量级的提升，这是 SCAPE 显微镜的另一个重要优势。尤为关键的是，SCAPE 的三维体积率优势，使得在体大范围三维全景成像成为可能。医生不再需要采集规则排布的三维体数据阵列，而是可以自由地操控 SCAPE 显微探头，在待探查组织的表面随意游走。即使存在活体组织与探头之间的无规则轴向相对运动，SCAPE 的高速三维体积率仍能保证相邻的两组体数据块之间有足够的三维空间重叠，从而支持后期通过三维配准和融合算法“去抖动”，实现“漫游式”扫描三维全景成像。“这对于肿瘤边界判别、早癌筛查等临床应用尤为关键，也是我们希望将 SCAPE 显微镜推向临床应用的重要动力和信心来源。”他表示。据其介绍，SCAPE 显微成像技术问世以后，首先在生命科学领域的研究中显示了强大的潜力，在基础科学和技术创新两方面，都取得了一系列重要进展。在以往的成像实验中，样本通常是表达了荧光蛋白或钙离子指示剂的转基因培养细胞或者模式动物，其拥有相对较强的荧光信号。但在临床活体成像应用中，显然不能在人体细胞中表达荧光蛋白，而临床上获批允许用于人体的荧光染料的种类和特异性也有限。因此，该团队更希望能够借助机体的自发荧光来实施无标记成像。不过，需要说明的是，自发荧光是相对较弱的。那么，SCAPE 显微镜能否利用无标记组织的自发荧光信号，获得与标准病理学图像一致的微观组织结构，以及其成像结果能否有效反映健康组织和病变组织，在微观形态学或功能学方面的区别呢？图丨用 Medi-SCAPE 对多种新鲜小鼠组织进行无标记成像（来源：Nature Biomedical Engineering）围绕这一问题，该团队首先在小鼠上试验了肝、脾、肺、肾、胰腺等新鲜离体的器官或组织，验证了 SCAPE 显微镜能够在不破坏目标组织的前提下，有效地可视化其三维微观结构，并得到了与组织病理学切片图像高度匹配的三维图像。并且，他们也在活体小鼠肾脏上诱导了缺血和再灌注的过程，并成功追踪了肾皮质中近端和远端肾小管的荧光信号在此过程中的动态变化，验证了 SCAPE 显微镜在快速三维结构成像的同时，也能够捕捉活体组织的功能动态。图丨小鼠大脑和肾脏的体内功能成像（来源：Nature Biomedical Engineering）进一步地，他们测试了被手术切除的慢性肾脏病患者的新鲜肾脏，从 SCAPE 图像中清晰地观察到了小血管粥状硬化等血管形态方面的诊断特征，分辨毛细血管簇、鲍曼囊腔等肾小球内部结构，并能够区分出正常和出现硬化症的肾小球等。研制小型化 SCAPE 显微镜样机，实现同等效能的高速三维体积成像上述在体或新鲜离体小鼠组织的成像实验，都是在台式 SCAPE 显微镜上进行的。由于该设备的占地面积约 1 平方米，体积庞大，结构复杂，所以并不适用于术中肿瘤边界判定或皮肤病变治疗随访等临床场景。梁文轩 表示：“要在这些场景下充分发挥 SCAPE 显微技术的潜能，就需要一台小型化、轻便化的 SCAPE 显微成像探头。能否小型化或微型化，以及能小型化到什么程度，这是 Medi-SCAPE 项目需要回答的第二个关键问题，也是我当时主力承担的课题任务。”他和导师经过仔细分析，决定在第一代样机设计中不追求极致微型化，而是尽量采用市面上可以买到的元件，以完成初步的可行性验证为重点。基于此，梁文轩 通过深入思考，提出了模组化的创新架构。首先将光片生成透镜与荧光探测物镜整合为远端收发模组，简化掉了台式 SCAPE 设计的二向色镜和分叉光路；然后优化折叠了从第二物镜到主物镜的近端级联 4f 光路，使得前端模组更加紧凑。由此配合选用尺寸小得多的光学元件，他成功研制了一台小型化 SCAPE 显微镜样机，使整机面积缩小至台式 SCAPE 的 20%，并取得了同等水平的荧光收集效率和三维分辨率（约 0.81.12.1 微米），能够以约 10 体积/秒的体积率扫描成像约 400×700×160 微米长宽深的三维视场，且同样能够利用内源性自体荧光进行高速三维体成像。小鼠新鲜无标记组织的成像实验表明，该样机能够清晰解析肝、肾、肠粘膜等多种器官的细胞级精细结构。“虽然该样机的前端探头部分与科学级互补金属氧化物半导体相机装配在一起，并没有完全做到轻便灵活的手持式探头形态，但其全面采用了尺寸更小的光学元件，依然为 SCAPE 显微镜的小型化提供了有力的可行性验证。”他补充说。图丨 Medi-SCAPE 系统设计（来源：Nature Biomedical Engineering）此外，在台式和小型化 Medi-SCAPE 平台上，该团队还利用健康志愿者的舌头，模拟了大范围漫游采集模式。实验中由志愿者随意地“舔过”主物镜来模拟漫游模式，然后从所得的高速“体数据流”中可以准确估计和恢复相邻体数据块之间的三维错位，进而通过配准与融合算法生成涵盖若干毫米范围的三维全景图像。拼接后的全景图像呈现不规则的边界，这说明在应用 SCAPE 进行全景三维成像时，并不需要仔细地控制漫游轨迹，这也是 SCAPE 显微术独特的优势所在。“等到将来研制出更加便携的手持式 Medi-SCAPE 探头时，医生可以灵活地操控该探头在各种组织表面自由地游走以及调整探头的倾角，无需担心这些操作对三维全景拼接的影响，大大提升探头的临床实用性。”他说。图丨人体口腔的活体成像（来源：Nature Biomedical Engineering）致力于为基础科学和临床应用提供切实有益的解决方案据梁文轩介绍，他本科和硕士就读于清华大学生物医学工程系，以医学影像为主要研究领域。在硕士阶段，其研发了基于数字信号处理器芯片（Digital Signal Processor，DSP）的高性能三维锥束 CT 重建算法，通过深入底层汇编语言的流水线并行算法，大幅刷新了 DSP 平台上的算法性能记录。硕士毕业后，他来到美国约翰斯霍普金斯大学生物医学工程系攻读博士学位，将研究目光转向生物医学光学与光子学领域。在博士阶段，他主导研发了两代基于光纤扫描的微型双光子显微内窥镜，在直径仅 2.2 毫米、重量不足 1 克的超微型内窥探头中集成了双光子激发、焦点扫描和荧光收集等全部功能。博士毕业后，其在约翰斯霍普金斯大学从事了半年多的博士后研究，后入职哥伦比亚大学祖克曼研究所，跟随 SCAPE 显微技术的发明人开展博士后研究。除了如前所述的小型化Medi-SCAPE 样机研发，他还提出了基于纤维光锥的跨介质中间图像耦合机制，解决了制约介尺度 SCAPE 显微镜的信号效率瓶颈，并据此研发了具备 440.4 毫米长宽深超大视场的 meso-SCAPE 系统。目前，他在中科大担任特任研究员，在合肥本部物理学院和苏州高等研究院生物医学工程学院同时开展教学与科研工作。关于该项研究，他表示会有两个方面的后续计划。一方面是进一步推进 Medi-SCAPE 的微型化，朝着 10 毫米直径的细长硬管形手持式 Medi-SCAPE 探头，以及直径 3 毫米以下的柔性光纤微型 SCAPE 探头等目标前进。另一方面是与临床专家紧密合作，深入理解不同科室的特点和对在体病理学成像技术的需求，从而定制化开发台式、手持式或内窥式架构的 Medi-SCAPE 成像设备，并联合开展成像实验和临床测试等。此外，他所带领的课题组，未来仍会围绕活体三维显微成像开展方法学创新与应用研究，探寻成像原理、采集策略、架构设计等方面的方法学创新，为基础生命科学研究和临床诊疗应用创制切实有益的前沿技术和解决方案。“欢迎具有交叉学科背景或是希望获得交叉学科训练、有志于推动自主知识产权国产高端科研和医疗仪器研发的同学加入课题组，也诚挚希望能与怀有同样愿景的学术界和产业界同仁取得联系，深入磋商，共同努力。”梁文轩 最后说。参考资料：1. Patel, K.B., Liang, W., Casper, M.J.et al. High-speed light-sheet microscopy for the in-situ acquisition of volumetric histological images of living tissue. Nature Biomedical Engineering 6, 569–583 (2022). https://doi.org/10.1038/s41551-022-00849-72.Voleti, V., Patel, K.B., Li, W. et al. Real-time volumetric microscopy of in vivo dynamics and large-scale samples with SCAPE 2.0. Nature Methods 16, 1054–1062 (2019). https://doi.org/10.1038/s41592-019-0579-4本文作者：路雨晴

日前，Nature旗下的Scientific Reports 刊登了中国科学院西安光学精密机械研究所瞬态光学与光子技术国家重点实验室姚保利研究组题为Full-color structured illumination optical sectioning microscopy 的研究论文。　　众所周知，色彩(光谱)信息是描述物体特征的一个重要物理量。三维物体彩色层析成像技术是获取物体表面形态特征的重要手段，也是真实物体三维数字化的基础。以激光共聚焦扫描显微镜为代表的点扫描显微成像技术具有三维层析成像能力，但是逐点扫描整个三维样品需要较长的时间，而且视场很小，目前仅应用于生物医学显微成像领域。条纹投影法和白光相移干涉法是较为成熟的三维物体表面成像与测量技术，得到了广泛的应用，这两种技术结合三维贴图技术(3D mapping)都可以近似得到三维物体的表面颜色信息，但是贴图技术的缺点是图像畸变大而且分辨率不高。同时，受到相位解包裹算法的限制，条纹投影法和白光相移干涉法对于表面具有复杂和突变结构的物体都不适用，而类似的复杂结构又是常见的(例如动物的毛发、机械工件的表面毛刺、植物的叶片等)。结构光照明显微(SIM)是一种特殊照明方式的宽场成像技术，经过特定算法的解算和重构可以实现三维光切片成像，并且能够精确解析样品表面的复杂结构。但目前所有的SIM都是单色的，另外，受显微物镜视场大小的限制，SIM技术目前也仅应用于微观领域。　　西安光机所姚保利研究组自2010年开始SIM技术研究以来，开展了深入细致的理论和实验研究工作，首次提出并实现了基于数字微镜器件(DMD)和LED照明的SIM技术(Scientific Reports 2013，国家发明专利ZL201110448980.8)。在本次发表的研究论文中，通过使用彩色CMOS相机记录白光或多色结构光照明获得的光切片图像，对传统光切片SIM技术采用的均方根层析算法进行改进，提出了基于HSV彩色空间的彩色解码算法(已申请国家发明专利)，获得了物体高分辨率彩色三维图像。结合三维多视场数据自适应融合技术，解决了对介观物体(亚毫米到毫米量级尺寸)显微成像时，由于显微物镜视场有限，无法一次获得整个物体高分辨三维图像的问题，视场范围达到了2mm2以上。研究组与中科院动物研究所开展了联合实验研究，实现了对螨虫和昆虫跳器的彩色三维光切片成像，为该方面的研究提供了有力的技术支持。同时对微电子芯片及硬币表面结构进行了大视场彩色三维成像，推动了SIM技术在三维物体表面形貌测量方面的应用。　　三维成像与测量技术是目前国内外光学领域一个重要的研究方向，已嵌入到了现代工业与文化创意产业的整个流程。该研究取得的成果使西安光机所在三维显微成像方面掌握了核心技术，该技术通过与生物医学、材料化学、精密制造等学科的交叉合作，将大大提高我国在该领域的研究水平，具有广泛的应用前景。螨虫(a)和跳甲跳器(b)的彩色三维图像数字微镜器件芯片的彩色三维图像

组织透明化和光片显微镜诞生的必要性生物组织的三维特性使得生命科学的研究都需基于3D空间信息而进行分析，如脑部神经投射、血管分布以及肿瘤微环境等。传统组织学检测包括对冰冻或者石蜡包埋的组织样本进行切片，从而产生微米级别的切片，研究者可以对该切片进行免疫组化染色从而获得细胞层面信息。生物学家早就认识到组织薄切片比厚组织观察起来更加容易，显微切片机将组织切割成微米厚度的二维切片，通过二维切片我们可以获得单细胞层面的信息(Richardson & Lichtman, 2015)。但是三维组织结构可以让人们全面理解器官在正常功能和病理状态下的关键信息，例如神经系统就迫切需要进行三维结构的成像，因为大多数单个神经元向许多方向延伸，它们的真实性质和功能无法通过二维切片来确定；此外，发育生物学需要在三维结构上才能更好的认识器官甚至整个动物的形态发生(Chung et al., 2013)。因此获取完整生物组织在单细胞分辨率尺度上的三维结构一直是生命科学领域的重要目标之一。怎样才能获得组织的三维层面信息？一种方法是通过将一系列连续的切片输入电脑进行三维结构重建，但是这种方法在技术上具有挑战性，因为组织在此过程会被撕裂、折叠、压缩或拉伸从而导致组织某个部分的损失或变形，由于剖面不完整，最终的体积重建可能无法还原最原始的三维结构(Oh et al., 2014)。还有一种方法是使用光学切片技术进行整体成像，比如激光共聚焦、双光子显微镜和转盘显微镜等成像显微镜的使用，这些成像显微镜可以对小组织进行三维结构成像，但是这些现代的显微技术没办法解决组织太厚带来的严重速度滞后问题，以及强激光造成的光漂白、光毒性等问题。光学成像与细胞荧光标记相结合，因其具有良好的空间分辨率和高信噪比，是收集器官或组织单细胞分辨率信息的实用方法之一。然而，组织不透明是全组织和全器官光学成像的主要障碍之一，因此要进行光学成像就要进行组织透明化。那么是什么原因导致组织不够透明？在组织中，生物物质如水、脂类、蛋白质和矿物质通常以不均匀的混合物存在，它们的不均匀分布导致光发生强烈的横向散射，此外，生物物质有时会在细胞内外形成不均匀的结构，包括脂质颗粒和细胞器（如线粒体）、大的蛋白质簇（如胶原纤维）、甚至全细胞体积（如红细胞），当光被分子、膜、细胞器和组织中的细胞反射时，本来应该以直线传播的光线会发生多次偏移，因此光不能直接穿过组织从而形成光的散射(Tuchin, 2015 Wen, Tuchin, Luo, & Zhu, 2009)。组织不透明的另一个原因是光的吸收，血红蛋白、肌红蛋白和黑色素是生物组织中吸收可见光的主要分子，血红蛋白存在于所有脊椎动物（除了鳄鱼、冰鱼）和许多无脊椎动物中，样品内的光吸收可以限制激发光进入组织和荧光发射返回到探测器(Richardson & Lichtman, 2015)。正是由于光的散射和光的吸收，导致光的分布加宽、光的强度衰减，特别是在组织的深层区域，最终导致组织不透明，无法进行全组织三维结构光学成像。因此，组织透明化的目的主要是减少光的散射和吸收，以获得更好的光学成像效果（图1）(Gracie Vargas, 2001)。图1 实现组织透明化的关键步骤 (Susaki & Ueda, 2016)当光穿过组织时，由于脂质、色素的存在，导致光发生散射和吸收，从而组织不透明；组织透明化最主要的目的是通过脱脂、脱色等步骤从而减少光的吸收和光的散射。三种组织透明化方法类型：有机溶剂型、水溶剂型、水凝胶型经科学家的不断研究和突破，多种组织透明化方法相继被提出和优化。组织透明步骤包括：①样本固定；②样本透化（依据组织特性选择脱脂、脱钙、脱色、脱水或水化）；③折射率匹配。有机溶剂型透明化方法还涉及到组织脱水过程，根据组织成像需要还要涉及到样本免疫标记(图2)(Almagro, Messal, Zaw Thin, van Rheenen, & Behrens, 2021)；为了避免组织发生形变以及检测目标丢失，在透明化之前必须进行样本固定，但是固定程度需要控制，如果固定太弱，组织会软榻，如果固定过头，会阻碍免疫标记；一般使用多聚甲醛（PFA）、戊二醛（GA）进行组织固定，PFA可以均匀的固定大于500微米直径的样品，GA比PFA固定效果好，但是速度慢（分子较大，扩散速度慢），SWITCH方法通过改变pH提高GA效率，GA一般适合固定脆弱以及蛋白表达较弱的组织；在组织切片中我们通过抗原修复减少醛固定时造成的抗原表位封闭（二硫键），在水性透明化方法SHIELD采用聚甘油-3-聚缩水甘油醚（P3PE）既能固定组织又能保存蛋白质；透化过程中用到的试剂主要有三种类型：①有机溶剂；②高水化试剂；③脱脂试剂；随后用高折射率的物质替换组织液体进行折射率匹配，实现组织透明。(Park et al., 2018)。图2 组织透明化基本流程(Almagro et al., 2021)(a) 不同来源样本获取。(b) 用不同方式（去垢剂、醇类化学试剂、电泳）增加组织通透性。(c) 组织标记（抗体、染料、凝集素）以及透明化（有机溶剂型透明化方法、水溶剂型透明化方法）。(d) 组织成像（三维数据、定量分析）。依据各透明化方法中使用的溶剂及其作用原理将现有的组织透明化方法主要分为三类：有机溶剂型、水溶剂型、水凝胶型（图3）(Matryba et al., 2020 Ueda et al., 2020b)。基于有机溶剂的组织透明化方法通过使用高折射率（RI）的有机溶剂将不同成分的RI均质，从而获得极好的组织透明度。BABB组织透明化方法可以完全透明胚胎和幼鼠大脑(Dodt et al., 2007)，但该方法中乙醇脱水作用会导致内源性GFP信号淬灭，无法透明有髓组织。通过引入四氢呋喃（THF）和二苄醚（DBE）, 3DISCO能够实现大多数成年啮齿动物器官的良好透明度，并将FPs保存几天，虽然DBE能有效保护内源荧光信号，但是DBE降解产物如过氧化氢、醛类物质会对荧光蛋白产生有害干扰(Erturk et al., 2012)。与3DISCO相比，uDISCO能够实现全身透明化和成像，并在数月内保持内源性FPs(Pan et al., 2016)。a-uDISCO是uDISCO的改良版本，通过调节pH条件提高荧光强度和稳定性(Li, Xu, Wan, Yu, & Zhu, 2018)。然而，uDISCO和a-uDISCO都不能有效的透明化高度着色的器官和硬组织。为了解决这些限制，赵瑚团队开发了聚乙二醇(PEG)相关溶剂系统(PEGASOS)，该系统可以透明所有类型的组织，同时保留内源性荧光(Jing et al., 2018)。朱丹教授团队通过温度和pH值调节开发了一种基于3DISCO，称为FDISCO，FDISCO有效的保存了FPs和化学荧光示踪剂，并允许在几个月内重复拍摄样品(Qi et al., 2019)。最近开发的sDISCO通过添加抗氧化剂稳定DBE，进一步保留了荧光信号。蛋白质也可以通过免疫标记来观察。由Renier等人开发的iDISCO可以对小鼠胚胎和成年器官进行全贴装免疫标记和体积成像(Renier et al., 2014)。vDISCO是一种基于纳米体的全身免疫标记技术。该技术将FPs的信号强度增强了100倍以上，并揭示了Thy1-GFP-M小鼠的全身神经元投射(Cai et al., 2019)。虽然有机溶剂方法表现出出色的透明性能，并实现了亚细胞分辨率的全身成像，但也存在一些不足，例如样品的大幅收缩、大多数有机溶剂的毒性和荧光蛋白的猝灭。由于油性透明化方法存在诸多缺点，水性透明化方法诞生，水性与油性透明化方法最大区别在于水性试剂具有强亲水性，更有利于荧光信号的保存，适用于自带荧光的组织样本进行透明化。水性透明化试剂主要包括：单纯浸泡透明化和高水化脱脂透明。ClearT是基于甲酰胺的浸泡型透明化方法，速度快，但是会导致组织膨胀且荧光信号会淬灭。PEG可以稳定蛋白质构象，继而发展了可保留荧光蛋白的ClearT2透明化技术，但该方法透明度比ClearT低。SeeDB技术以果糖和硫代甘油为主要成分，可以在几天内将组织透明化，但果糖粘度过高导致组织内渗透性低，在此基础上衍生出FRUIT透明化方法，尿素的使用降低了果糖粘度，提高试剂流动性和渗透性。浸泡型透明化方法不能去除脂质，因此样本透明度有限。SDS、Triton X-100可以有效去除脂质，水化法通过在透明化过程中去除脂质，利用水化作用降低样本折射率进而实现组织透明化。Scale技术利用尿素水化作用进行透明化，可保留荧光信号，但该方法操作时间较长，易导致组织破碎。CUBIC在Scale基础上添加了胺基醇，可以去除血红素使组织脱色,也可以保留荧光信号(Tian, Yang, & Li, 2021)。水凝胶解决了高浓度去垢剂导致样本形变的问题，水凝胶与样本中蛋白质和核酸分子形成共价连接便可以固定和保护细胞结构。水凝胶型组织透明化方法是一种基于水凝胶的组织透明化方法，利用丙烯酰胺凝胶将生物分子固定在它本来的位置，用水凝胶来替换组织中的脂类，让溶液中的单体进入组织，然后对其稍微加热，上述单体开始凝聚为长分子链，在组织中形成高分子网络，这一网络能够固定组织的所有结构，但不会结合脂类，随后快速将脂类抽出，便获得了完整透明的立体组织，如脑组织中的神经元、轴突、树突、突触、蛋白、核酸等都完好的维持在原位。这种独特的组织脱脂方法能够最小化结构破坏和生物分子损失。该方法的脱脂方式主要有两种：电泳和简单被动脱脂，均能有效去除脂质，从而大大提高了水凝胶组织的光学透明度和大分子通透性(Chung et al., 2013 Treweek et al., 2015)。CLARITY透明化方法利用凝胶包埋样本，并利用电场力去除脂质使样本快速透明；SHIELD通过环氧化物P3PE固定组织实现蛋白的保护，之后使用SDS进行被动或主动脱脂。水性透明化方法虽然可以部分解决荧光蛋白易淬灭的问题，但是也存在透明时间长，透明能力低的缺点，一般适用于小样本组织透明化。水凝胶透明化方法操作过程复杂，且需要一定的设备。图3 组织透明化方法的主要类型 (Ueda et al., 2020b)(A) 有机溶剂型透明化方法通过使用有机溶剂依次将组织进行脱水、脱脂、折射率匹配，在短时间内可使组织完全透明。然而，有机溶剂会快速漂白荧光蛋白的信号并且使组织皱缩。(B) 水溶剂型透明化方法以水溶性试剂对组织依次进行脱色、脱脂、折射率匹配，从而使组织完全透明。该方法具有更高的生物安全性和兼容性。(C) 水凝胶型透明化方法通过凝胶将生物分子固定在原来的位置，随后对组织进行脱色、脱脂、折射率匹配操作，从而使组织透明。基于水凝胶的方法可以保留足够的RNA用于分析，如荧光原位杂交；由于水凝胶网会固定组织，因此会使组织体积扩大几倍。组织透明化方法的选择（对于不同检测目标、不同组织、含有特定化学成分的组织选择的组织透明化方法以及试剂不同）组织透明化从2014年兴起以来，前期主要在神经科学领域广泛应用，随着透明化方法的不断改进，目前在发育生物学、免疫学、肿瘤学研究中也被广泛应用。检测目标不同，透明化方法中的试剂选择不同，水凝胶适用于不稳定分子如RNA的保存，CLARITY方法中用到的化学试剂单丙烯酰胺或双丙烯酰胺对细胞内部结构进行很好的固定，使得在后期脱脂等处理后组织内部结构依然保持；常用的样本固定试剂是甲醇，在使用过程中可以较好的固定蛋白质（表1）(Almagro et al., 2021)。表1 不同试剂适用于不同检测目标(Almagro et al., 2021)水性试剂蔗糖和尿素对内源性荧光试剂、脂类试剂比较友好；而有机溶剂苄醇-苯甲酸苄酯(BABB)会造成脂质洗脱和蛋白质荧光基团淬灭，所以不能用于脂肪组织的检测；聚乙二醇(PEG)是有机溶剂型透明化方法PEGASOS中用到的试剂，可以有效保护内源性荧光；此外在有机溶剂型透明化方法中可以通过调节pH、温度达到保护荧光的效果，如FDISCO在四氢呋喃(THF)中，维持碱性pH和低温下，EGFP荧光信号可以维持数月（表2）。此外，免疫标记中使用的小分子染料（如细胞核染料DAPI、碘化丙啶、RedDot和SYTO）、凝集素、抗体对目标进行标记，其中抗体被动扩散速度非常慢，免疫染色可以通过优化抗体浓度、温度、孵育时间等提高染色效率；我们也可以通过减小样品体积、用小分子荧光染料代替抗体增强染色效果。也可以通过改变荧光标记的亲和属性如SWITICH方法，让它们在组织中自由扩散再进行结合；通过电泳的方式也可以提高染色效率(Almagro et al., 2021)。 表2不同试剂对于荧光信号的保留(Almagro et al., 2021)此外，某些组织中含有较难去除的成分如色素、脂肪，其中血红素是组织中较难去除的色素，仅仅通过灌注PBS不足以去除肾脏、心脏、肌肉、肝脏中的血红素，可以选择含有漂白剂成分的试剂进行脱色如双氧水，并且能去除自发荧光，但是过氧化物处理会损伤目标荧光蛋白，所以荧光标记一般在漂白之后进行；前列腺和乳腺富含脂肪，会阻碍抗体进入、光线穿透，可以选择含有去垢剂成分的组合如TritonX-100、SDS、CHAPS等进行脱脂，去污剂可以破坏脂质双层使组织形成可以运输出组织的胶束，SHANEL方法中的CHAPS能生成较小的胶束，能更快的从组织中析出，具有有效的去脂效果。当组织较大时，被动去脂速度就比较慢，这时可以通过电泳的方式加快进程；电泳组织透明设备（ETC）和随机电子迁移（使用旋转电场或在单向电场内旋转样品）可以加速去脂。其它类型组织如硬组织骨骼，其中含有的钙化矿物质阻碍光的穿透，50%-70%的骨骼由遍布蛋白基质的钙化羟基磷灰石（HAP）晶体组成，这时可以选择含有钙螯合剂组合的方法如乙二胺四乙酸（EDTA）中性缓冲液，进行脱钙处理（表3）(Almagro et al., 2021)。表3不同试剂对于细胞组分去除(Almagro et al.,2021)组织透明化方法的应用范围不同组织在透明化方法的选择上都有所不同，根据组织成分、检测目标、组织类型选择不同的透明化方法，下表是不同透明化方法在不同健康以及肿瘤组织上的应用实例，对于组织在选择方法的时候可以借鉴这些实例，从而更好的避开长时间的摸索（表4）。表4 不同透明化方法应用到不同肿瘤组织举例(Almagro et al., 2021)此外，利用组织透明化方法可以实现人类器官三维成像（图4）(Ueda et al., 2020a)。图4 人类胚胎组织以及器官透明化三维结构图(Ueda et al., 2020a)(a) 胚胎周围神经三维图像。(b) 泌尿系统中的肾脏和Wolffian管。(c) 胚胎背部、手臂、头部肌肉。(d)手部脉管系统。(e)手部三种感觉神经。(f)肺上皮小管。参考文献Almagro, J., Messal, H. 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