活细胞成像显微镜

[url=http://www.f-lab.cn/microscope-incubators/mio.html][b]显微镜活细胞培养箱[/b]([b]Microscope Incubation Chamber[/b] )[/url]是欧盟专业为生物,生命科学,医学等科学实验而设计的[b]显微镜CO2培养箱[/b]和[b]显微镜活细胞培养系统[/b]，它为科学家提供CO2浓度,O2浓度,温度和气流可调的环境用于显微镜观察实验。[img=显微镜活细胞培养箱]http://www.f-lab.cn/Upload/Mio2.jpg[/img][img=显微镜活细胞培养箱]http://www.f-lab.cn/Upload/MOFI-600_.jpg[/img][b]显微镜活细胞培养箱[/b]可匹配全世界所有品牌所有型号的商用显微镜，为实时活细胞实验提供理想可控的环境。科学家拥有这种显微镜活细胞培养箱可观察细胞内和细胞为发成的变化，以往，没有这种CO2显微培养箱时，科学家需要对死亡细胞染色后在显微镜下观察，现在， 这种显微镜CO2培养箱可以架设到显微镜上直接观察培养中的活细胞，它可以控制温度，气流，湿度，CO2浓度，氧气浓度等，为细胞实验创造出局部可控环 境[img=显微镜活细胞培养箱]http://www.f-lab.cn/App/Tpl/Home/Default/Public/images/grey.gif[/img]显微镜活细胞培养系统是全球唯一做到100%可控的封闭空间，其它同类显微镜活细胞培养箱的控制是被动的，随机的，热空气扩散从一个热源发出以维持设定 温度，而这套显微镜活细胞培养箱没有热空气回风口问题，加热空气从培养箱与显微镜结合处的预留缝隙中自然随机逸出，使得腔内的热空气和温度更加均匀，克服 了其它产品温度不均匀问题。即使电流不稳或振动干扰，热点也不漂移，规避了剧烈温度漂移对环境的干扰。[img=显微镜活细胞培养箱]http://www.f-lab.cn/Upload/Mio.jpg[/img][b][b]显微镜活细胞培养箱[/b]特色[/b]独特的热扩散机制，结合领先空气导入和回风机制，提供连续稳定的气流，腔内温度均匀，没有局部温度热点和冷点外部加热器可以远离这个显微镜CO2培养箱，消除电干扰和振动干扰超高温度精度控制和温度稳定性具有最小的温度漂移，达到缓解平衡点后，样品处的温度精度高达±0.1º C，腔内平均温度精度高0.2º C即使开门，领先的气流流型和温度均匀性控制能力也消除剧烈的环境温度变化人体工程学设计，操作方便，XY位移台和聚焦控制器外置于腔体外，大面积开门设计，更为方便操作操作样品，试管等超精密封闭温度探针实时探测内部温度CO2浓度和O2浓度可调高精度控制器控制气流，CO2，O2和温度，并显示当前监测到的浓度数据和温度数据显微镜活细胞培养箱：[url]http://www.f-lab.cn/microscope-incubators/mio.html[/url]

显微镜活细胞工作站的培养箱都有几个生产厂家？可不可以不配显微镜厂家自带的培养箱选配请大家帮忙

中国科技网讯 从一个受精卵发育成多种功能的胚胎，细胞要经过上千次分裂和复杂的排列重组。据物理学家组织网6月3日报道，霍华德·休斯医学研究院珍妮莉娅法姆研究学院开发出一种最新的成像技术，能以前所未有的速度和精确度看到这一过程，让人们能追踪胚胎成形时每个细胞在几天甚至几小时内的变化。相关论文发表在6月3日出版的《自然·方法学》上。 研究人员演示了一段约20小时的果蝇胚胎发育视频。在视频中，生物结构逐渐出现，从一小团简单的细胞簇慢慢变长，变成上万个细胞紧紧挤在一起的拉长的小胚胎，然后在新形成的肌肉收缩舒张下开始颤动，此时胚胎仅有半毫米长。此外，论文中还有一段果蝇胚胎中枢神经系统完整的发育视频，跟踪了单个细胞发育出感觉器官、脑叶及其他结构的过程，由于分辨率足够高，还能看到神经轴突尖端迅速变化。 发明该技术的珍妮莉娅法姆研究学院的菲利普·凯勒说，要理解一个单细胞怎样变成了复杂的组织，真实看到这一过程非常重要。传统光学显微镜速度太慢，无法跟踪细胞在生命初期的迅速变化，也容易破坏一个活胚胎，只能通过把多阶段、多组织的照片拼在一起，才能推测发生的变化，但“细胞分裂重组每次都不一样，这种观察方法可能会产生误导”。 新技术基于一种高速非侵入式光学显微镜，称为SiMView光层显微镜，能从4个角度同时拍摄图像，不仅能跟踪细胞运动，还能对发展过程进行数量分析。该显微镜由凯勒小组和德国的欧洲分子生物实验室合作开发，攻克了传统光学显微镜的两个难题：一是光源对样本造成的伤害，二是对海量数据进行处理分析。 大部分光源都会伤害细胞，使其中的荧光标记消失。研究小组设计的照明技术是一种激光扫描层，一次照射样本极薄的一层以减少伤害，由探测仪记录下被照亮的部分。光层来自两个相反方向，并用两个探测仪来探测荧光，照明与探测相结合，提供了4个不同的观察角度。不仅能避免由于光散射而造成的模糊，还将图像采集速度提高了50倍。 要让照亮样本和探测荧光在时间、位置上协调一致，时机吻合极为重要，光层交叉通过会造成图像模糊，发光间隔仅几毫秒。为了保持精度，SiMView还安装了实时调节的电子系统。 显微镜每秒会收集350Mb的数据，一个样本一天要产生海量数据，而不同条件或不同基因的发育对比实验，所要求的数据比这还要多好多倍。为此，研究人员开发出一种新的计算方法，能识别并跟踪显微镜视频中单个细胞并自动分析。这些都构成了拍摄活样本这一完整技术框架的必要组成部分。 凯勒表示，他们还将继续改进显微镜使计算过程更加有效。今后不仅能追踪胚胎中细胞的一代代世系，还可能控制发育以探索发育机制，并研究其他更大更复杂样本的发育过程。（常丽君） 《科技日报》（2012-06-05 二版）

[b]摘要[/b]在神经科学和神经外科中对活体大脑组织中神经元的成像能力是一项基本要求。尤其是需求一种具有测微计尺分辨率的大脑形态学的非侵入探针的开发，因为它可以在临床诊断上提供一种非侵入式光学活体组织检查的手段。在这一领域，双光子激光扫描显微镜(2PLSM)是一个强大工具，并已成为活体生物样品最小侵入性损害的高分辨率成像的标准方法。但是，(2PLSM)基于光学方法提供足够分辨率的同时，对荧光染料的需求妨碍了图像对比度的提高。本文中，我们提供了一种活体大脑组织以细胞分辨率的高对比度成像方法，无需荧光探针，使用光学三次谐波发生进行成像。我们利用细胞水平的特殊几何学和大脑组织的液体内容物来获取THG的部分相匹配，提供了一种荧光对比度机制的替代方法。我们发现THG大脑图像允许快速、无侵入性标记的神经元、白质结构、血管同时成像。而且，我们利用THG成像来引导微吸管指向活体组织中指定的神经元。这个工作是一个无标记活体大脑成像的主要步骤，并开启了活体大脑中激光引导的微注射技术发展的可能性。[b]材料与方法[/b]THG成像对于THG成像实验，我们使用了一台商业化双光子激光扫描显微镜([color=#ff0000]TrimScope, Lavision BioTec[/color])。光源是一个光学参量震荡器（Mira-OPO，APE），810nm泵浦光来自一个Ti：Sa锁模激光器(Coherent Chameleon Ultra II)。使用一个20X，0.95N.A水浸物镜(Olympus XLUMPFL-IR)将光聚焦到样品上。使用epidetection几何学描述THG实验。使用分光镜(Chroma T800lpxrxt)将背景散射THG光子从入射激光束中分离出来，用一个THG波段的带通滤波器(Chroma HQ390-70X)过滤。检测器是GaAsP高灵敏度光电倍增管(Hamamatsu H7422-40)，400nm处量子效率为25%。最高分辨率成像(1024×1024像素)的典型获取时间为1.6s，我们用于目标定向实验的512 X 512像素成像时间为0.6s。 为与前向端口比较，使用了一个定制的投射端口。这个端口使用了一个1.4N.A油浸物镜，一个长波分光镜（UQG optics)和一个400nm的相干窄带滤波器。对于THG与SR-101联合实验我们用1200nm的OPO来同时产生两种信号。使用一个594nm带通和561nm隔断的分光镜将SR-101荧光从THG信号中分离。SR-101信号使用一个PMT检测(Hamamatsu H6780-20)。Nile Red和THG成像也是由1200nm的OPO同步激发。在这个案例中THG信号由投射端口测量，Nile Red荧光通过一个593∕40 nm的带宽滤波器检测。对于THG和GFP联合成像，用来泵浦OPO的Ti：Sa激光被调谐到970nm并耦合到显微镜中。组织块的GFP和THG信号使用同一个检测器连续测量。但使用一个不同的(561∕40 nm)带通滤波器检测GFP。使用显微镜软件(Imspector Pro)获取图像并以16bit 的tiff格式存储，图像分析使用Image J(MacBioPhotonics)进行。[b]主要结果[/b] [img=,575,768]http://qd-china.com/uploads/bio-product/21.jpg[/img]Fig. 1.无标记活体大脑的三次谐波显微成像(A)脑组织THG成像的epidetection几何学图示。插图：THG原理。注意基质中没有光学激发发生。(B) 树突处的聚焦激光束。通过将激光聚焦体积设定到树突直径的几倍大小，可以获得部分相匹配，显著的THG信号将会产生。(C)细胞体内的聚焦激光束。由于不好的结构相匹配状态，没有THG信号产生。(D) 小鼠大脑组织的活神经元成像。体细胞以暗影存在。 [img=,466,500]http://qd-china.com/uploads/bio-product/22.jpg[/img]Fig. 2.活体大脑组织的THG成像(A)小鼠皮质的THG图像 (B) 与A同位置的Nile Red染色的双光子荧光图像 (C) 大鼠凹陷的脑回THG图像（水平切面） (D)小鼠脑胼胝体THG图像，轴突纤维束被清晰得分辨。Movie S1是这个结构的一个3D投影 (E)小鼠大脑纹状体的THG图像（冠状面）。白质和神经元细胞清晰可见。明亮的粒状结构是垂直穿行图像平面的轴突纤维。Movie S2是这个区域的3D投影。(F)麻醉活小鼠的脑皮质上层的血管THG图像（z栈平均投影密度是50um） [img=,510,767]http://qd-china.com/uploads/bio-product/23.jpg[/img]Fig. 3. THG与双光子成像的叠加 (A)小鼠额前叶脑皮质的THG图像 (B)SR-101标记的星细胞双光子图像 (C) A、B的叠加提供了神经网络中星细胞的分布信息 (D) 小鼠额前叶皮质的THG图像 (E) GFP标记的生长抑素神经元的双光子荧光图像 (F)D、E的叠加显示了生长抑素神经元在脑前叶皮质结构中的分布 [img=,461,768]http://qd-china.com/uploads/bio-product/24.jpg[/img]Fig. 4.THG成像深度与自动化细胞检测 (A-C) 小鼠额前叶皮质的THG图像，成像深度分别为100, 200, and 300 μm 。每幅图像都是3个以2微米深度间隔独立图像的最大密度投影(D) 110 μm深度处神经元细胞的自动检测THG图像。细胞检测的运算法则定义为以红色显示的神经元 (E)红色标记：来自A-C的图像栈的细胞可见性对比。黑色标记：作为一个深度功能的平均检测到的THG密度。 [img=,531,768]http://qd-china.com/uploads/bio-product/25.jpg[/img]Fig. 5. 无标记目标定向和细胞活性(A)小鼠新大脑皮层的THG图像 (B) 在对一个神经元进行THG引导膜片钳之后同一位置的THG图像 (C)一个200um深处钳住神经元的大视野THG图像（5幅深度间隔2um的图像平均） (D)记录以100pA电流脉冲刺激B中被钳住的神经元的动力势训练 (E) 测量在THG扫描期间静止膜电位的改变。即使以最高的能量，也只观察到4%的电压变化，保持了完全的可逆性。0.8秒的周期相应于图像扫描时间。(F)最大观察到的静止膜电位Vs扫描时的激光能量。没有非线性效应出现。

微生物细胞大小的测定和显微镜直接计数 目的 1.1 学习接目测微计的校正方法， 了解血球计数板的构造和计数原理 1.2 学习使用显微镜测微尺测定微生物细胞大小， 掌握用血球计数板测定微生物细胞总数 的方法。 2 原理 微生物细胞的大小是微生物分类鉴定的重要依据之一。微生物个体微小，必须借助于显微镜才能观察，要测量微生物细胞大小，也必须借助于特殊的测微计在显微镜下进行测量。 显微测微计由镜台测微计和目镜测微计两部分组成。后者可直接用于测量细胞大小。它是一块圆形玻片(图7—1)，其中央有精确等分到度，测量时将其放在接目镜中的隔板上。由于目镜测微计所测量的是微生物细胞经过显微镜放大之后所成像的大小，刻度实际代表的长度随使用的目镜和物镜放大倍数及镜筒的长度而改变，所以，使用前须先用镜台测微计进行标定，求出某一放大率下，目镜测微计每一小格所代表的长度，然后用目镜测微计直接测被测对象的大小。镜台测微计是一块中央有精确刻玻片(图7—1)，刻度的总长为lmm，等分为100小格，每小格长10um，专用于对目镜测微计进行标定的。 3 材料 3.1 器械 显微镜、目镜测微尺、镜台测微尺，载玻片、盖玻片、血球计算板、擦镜纸、吸水纸、玻片架、肾形盘、洗瓶、接种环、酒精灯、火柴、滴管。 3.2 菌种 培养48h的啤酒酵母斜面菌体和菌悬液。 3.3 革兰氏染液 4流程 4.1 置目测微计→置台测微计→标定目测微计→测菌体大小→记录结果→用毕擦拭干净 4.2 检查计数板→稀释样品→加样→计数→计算→清洗 5 步骤 5.1 微生物菌体大小的测定 5.1.1 目镜测微尺的校正 5.1.1.1 更换目镜镜头 更换目镜测微尺镜头（标记为PF）；或者取下目镜上部或下部的透镜，在光圈的位置上安上目镜测微尺，刻度朝下，再装上透镜，制成一个目镜测微尺的镜头。 5.1.1.2 某一倍率下标定目镜刻度 将镜台测微尺置于载物台上，使刻度面朝上，先用低倍镜对准焦距、看清镜台测微尺的刻度后，转动目镜，使目镜测微尺与镜台测微尺的刻度平行，移动推动器使两尺重叠，并使二尺的左边的某一刻度相重合，向右寻找另外二尺相重合的刻度。记录两重叠刻度间的目镜测微尺的格数和镜台测微尺的格数(图7-1C)。 5.1.1.3 计算该倍率下目镜刻度 目镜测微尺每格长度=镜台测微尺格数/目镜测微尺格数xl0um 5.1.1.4 标定并计算其他放大倍率下的目镜刻度 以同样方法分别在不同倍率的物镜下测定目镜测微尺每格代表的实际长度。如此测定后的测微尺的长度，仅适用于测定时使用的显微镜以及该目镜与物镜的放大倍率。 5.1.2 菌体大小的测定 5.1.2.1 将啤酒酵母制成水浸片。 5.1.2.2 大小换算 将标本先在低倍镜下找到目的物，然后在高倍镜下用目镜测微尺测定每个菌体长度和宽度所占的刻度，即可换算成菌体的长和宽。 5.1.2.3 求平均值 一般测量微生物细胞的大小，用同一放大倍数在同一标本上任意测定l0一20个菌体后，求出其平均值即可代表该菌的大小。 5.2 用血球计数板测定微生物细胞的数量 5.2.1 检查血球计数板 取血球计数板一块，先用显微镜检查计数板的计数室，看其是否沾有杂质或干涸着的菌体，若有污物则通过擦洗、冲洗，使其清洁。镜检清洗后的计数板，直至计数室无污物时才可使用。 5.2.2 稀释样品 将培养后的酵母培养液振荡振摇混匀，然后作一定倍数的稀释。稀释度选择以小方格中的分布的菌体清晰可数为宜。一般以每小格内含4～5个菌体的稀释度为宜。 5.2.3 加样 取出一块干净盖玻片盖在计数板中央。用滴管取1滴菌稀释悬液注入盖玻片边缘，让菌液自行渗入，若菌液太多可用吸水纸吸去。静置5—10分钟。 5.2.4 镜检 待细胞不动后进行镜检计数。先用低倍镜找到计数室方格后，再用高倍镜测数。一般应取上下及中央五个中格的总菌数。计数时若遇到位于线上的菌体，一般只计数格上方（下方）及右方（左方）线上的菌体。每个样品重复3次。 5.2.5 计算 取以上计数的平均值，按下列公式计算出每毫升菌液中的含菌量。 菌体细胞数（cfu/mL）＝小格内平均菌体细胞数%26#215 400%26#215 104%26#215 稀释倍数 5.2.6 清洗 计数板用毕后先用95%的形酒精轻轻擦洗，再用蒸馏水淋洗，然后吸干，最后用擦镜纸揩干净。若计数的样品是病原微生物，则须先浸泡在5%石炭酸溶被中进行消毒，然后再行清洗。清洗后放回原位，切勿用硬物洗刷。 图7-2 血细胞计数板 6 结果 6.1计算出目镜测微尺在低、高倍镜下的刻度值。 6.2 记录菌体大小的测定结果。 6.3 计算样品中酵母菌浓度。 7 思考 7.1 为什么随着显微镜放大倍数的改变，目镜测微计每格相对的长度也会改变？能找出这种变化的规律吗？ 7.2 根据测量结果，为什么同种酵母菌的菌体大小不完全相同？ 7.3 能否用血球计数板在油镜下进行计数？为什么？ 7.4 根据自己体会，说明血球计数板计数的误差主要来自那些方面？如何减少误差？ 8 附录 目镜测数尺有两种：一是特制的目镜镜头，镜片上刻有50等分或100等分的刻度，使用时直接安装在显微镜上，取代没有刻度的目镜镜头；另一种是一块直径大约17.5 mm的圆玻璃片，其中央刻有50等分或100等分的刻度(图7-1A)，使用时将该玻璃片安装在原来的目镜镜头上即可。由于不同的显微镜放大倍数不同，既使同一显微镜在不同的目镜、物镜组合下其放大倍数也不同，故目镜测微尺每格实际表示的长度随显微镜放大倍数不同而异。也就是说，目镜测微尺上的刻度只代表相对的长度。因此在使用前须用镜台测微尺校正，以确定在一定放大倍数下目镜测微尺的每格长度。 血球计数板是一块特别的厚玻片，玻片中央分剖成两个平面，上面各刻有9区，中央一区为计数室，供计数用(图7-2A)，此区的长和宽各为1mm。中央平面两侧有小沟，小沟外有两条突起的平台，平台比中央平面高0.1mm，因此计数室体积为0.1mm3，容积为10-4ml。通常计数室分为25个大格，每大格又分为16个小格，每小格容积为4%26#215 10-6ml，即lml菌液容积相当于400万个小格体积。因此只要将细胞悬液注人计算室，计算出一定数量小格的平均菌数即可算出每毫升的细胞数。

近日，德国IBIDI公司成功开发出一款超高分辨率生物显微镜。该公司宣称基于新型随机光学重建显微技术“（d）STORM”，利用该公司独创的特殊塑料底板“μ-Slides”可实现超高分辨率观察活体细胞。 STED，SIM，（F）PALM 和（d）STORM等新型光学显微技术可有效避免衍射极限，获得纳米级水平的超高分辨率成像。这些超高分辨率显示技术可应用到生物实验研究，观察了解组织细胞分子结构。IBIDI公司采用了创新性的含有亲水性膜涂层的塑料材质底板“μ-Slides”替代传统玻璃底板，首次实现了“活体细胞”超高分辨率观察。这种被成为“ibi-Treat”的亲水性膜涂层性能可以与标准的细胞培养瓶和培养皿相媲美。 IBIDI公司相关研发工作受到了德国联邦教研部《生命科学领域光学技术—基本细胞功能》项目的资助。

作为第一位获美国麦克阿瑟基金会“天才奖”的华人女科学家，庄晓薇教授获得了许多重要成果，尤其是在生物物理显微成像领域，近期庄晓薇教授在《细胞》发表了题为“Breaking the Diffraction Barrier: Super-Resolution Imaging of Cells”，描述了超分辨率细胞成像的最新进展。传统光学显微镜受限于光的波长，对于200nm以下的小东西只能摇头兴叹。虽然电子显微镜可以达到纳米级的分辨率，但通电的结果容易造成样品的破坏，因此能观测的样本也相当有限。分子生物学家虽然可以做到把若干想观察的蛋白质贴上荧光卷标，但这些蛋白质还是经常挤在一块，在显微镜下分不出谁是谁。这几年高分辨率荧光显微镜跨越了一大步，使得研究者可以从纳米级观测细胞突起的伸展，从而宣告200—750纳米大小范围的模糊团块的时代结束了。比如利用光敏定位显微镜：PALM可以用来观察纳米级生物，相较于电子显微镜有更清晰的对比度，如果给不同蛋白接上不同的荧光标记，就能用来进一步研究蛋白质间的相互作用。庄晓薇研究组一直在研究如何用光敏开关探针来实现单分子发光技术。他们希望能用光敏开关将原本重叠在一起的几个分子图像暂时分开，这样就能获得单分子图像，从而提高分辨率。2004年庄晓薇研究组偶然发现某种花青染料具有光控开关，也就是说，通过使用不同颜色的光，可以随意地把它们激活成荧光状态和失活成黑暗状态。自此庄晓薇生开始研究这些光控探针，用它们来短暂地分离个体分子在空间上的重叠影像从而提高分辨率。之后这一研究组在Nature Methods杂志上发表文章，命名了一种随机光学重建显微镜（stochastic optical reconstruction microscopy, STORM）。使用STORM可以以20nm的分辨率看到DNA分子和DNA-蛋白质复合体分子。这一方法基于光子可控开关的荧光探针和质心定位原理，在双激光激发下荧光探针随机发光，通过分子定位和分子位置重叠重构形成超高分辨率的图像，其空间分辨率目前可达20nm。STORM虽然可以提供更高的空间分辨率，但成像时间往往需要几分钟，同时还不能满足活体实时可视的成像的需要，发展空间很大。近期庄晓薇研究组也在Science杂志上发表了他们的3D STORM成像成果，该技术的空间分辨率比以往所有光学3D成像技术的分辨率都要高出10倍。研究人员展示了用3D STORM成像技术拍摄的肾细胞内微管结构图和其它的分子结构图。随后，他们又进一步将该技术发展成了多色3D成像技术（multicolor 3D imaging）。除了庄晓薇研究组之外，另外一个华人研究团队在这方面也获得了杰出成果，来自哈佛大学的谢晓亮教授在单分子光谱检测及其在生命科学中的应用方面也作出了许多贡献，十年前，谢晓亮教授因为发布了CARS显微技术而引发了巨大轰动。这种技术通过一种叫做自发拉曼散射的现象来增强信号。在自发拉曼散射中，样品内的化学键能够改变通过其中的光的波长。更早使用的拉曼散射显微术要求的激光功率很高，而且有时候需要曝光时间长达一天。近期谢晓亮教授研究组将SRS显微技术与核磁共振成像（MRI）技术联合起来，从而能快速灵敏的捕捉活体组织中分子运动，比如血细胞挤压通过血管的过程。这项技术镜头分辨程度达到亚细胞水平，可记录下蛋白、脂肪及细胞内液的情况。由于SRS显微镜可以探测到原子间化学键的共振，因此无需荧光标记。研究人员认为SRS显微镜可以在肿瘤摘除手术方面有所帮助，加快手术进程。传统的样本分析需要花费约20分钟，SRS 显微镜几乎可以做到实时扫描。同多种常用的观察生物分子的技术相比，新型SRS显微技术优势明显：它能采集分析照射生物样本的近30%激光，比传统SRS显微镜高出30倍；并且不需要插入荧光标记，避免了绿色荧光标记蛋白质扰乱生物路径或压住较小生物分子的问题。此外，传统的红外显微镜空间分辨率太低，并需要给样本脱水；自然的拉曼显微镜需要很高的激光能量，整体耗时很长，在活样本中的应用受到限制；相干反斯托克拉曼散射显微镜在拍摄除了脂质以外的大多数分子时对比度不够，而新型SRS显微技术都能突破这些局限。（来源：生物通 万纹）

摘要激光扫描共聚焦显微镜作为80年代发展起来的一种高精度分子细胞生物学分析仪器，具有组织细胞断层扫描、活细胞动态荧光监测、三维图像重建、共聚焦图像定量分析等先进功能，在近年的细胞凋亡这一研究热点中得到了大量创造性的应用。本文拟就对激光扫描共聚焦显微镜在凋亡的形态学、分子水平变化及重要生理过程三方面研究中的应用及其成果做一综述。细胞凋亡(apoptosis)是不同于细胞坏死的一种细胞主动死亡方式，并由特定的基因控制。凋亡细胞在形态上出现变圆皱缩、染色质浓缩边集、核碎裂、凋亡小体形成等变化，并最终由非炎症过程清除。由于细胞凋亡独特地影响着机体的细胞发育和代谢，在监测和清除肿瘤细胞与突变细胞等方面也可能发挥重要的作用，近年来受到了细胞生物学、分子生物学、免疫学等多学科的广泛关注。激光扫描共聚焦显微镜(laser scaing confocal microscopy, LSCM)是80年代发展起来的一种高精度分子细胞生物学分析仪器，辅以各类免疫荧光探针或荧光染料与被测物质特异性结合，不仅可观察固定的细胞组织切片，还可对活细胞的结构、分子和离子进行实时动态地观察和检测。在细胞凋亡的研究中，激光扫描共聚焦显微镜已被广泛地应用于形态学、分子水平监测及重要生理改变等各方面，其中不乏新颖之处，并获得了大量成果，以下将就此做一简单的介绍。激光扫描共聚焦显微镜与凋亡的形态学激光扫描共聚焦显微镜用点光源扫描标本的光学横断面，以代替普通光学显微镜所使用的场光源，并用探测针孔滤去离焦光线，所以消除了来自焦平面以外的衍射或散射光的干扰，可实现高清晰、高分辨率的组织细胞断层扫描。并且由于激光扫描共聚焦显微镜采用数字化成像，因而辅以一定的软件就能对图像进行定量分析及三维重建等操作。过去对细胞凋亡的形态学研究方法局限于活性细胞和组织切片染色、荧光镜观察，或者石蜡切片原位末端标记法。由于普通光镜的分辨率和清晰度有限，而电镜又显然不适合对凋亡这一复杂动态过程的监测，激光扫描共聚焦显微镜的应用使人们对细胞凋亡的形态学观察分析提高到了一个前所未有的新水平。细胞核核膜的破坏对于染色质聚集并形成凋亡小体起重要作用。lamin是构成核片层的蛋白质，位于核膜的内表面，由caase-6介导的lamin裂解可影响核膜的完整性。在McCall等的研究中，对果蝇卵子发生晚期的细胞凋亡现象进行了动态观察。以单抗mAb101标记其哺育细胞核内膜的laminDm0（哺乳类laminB的同源体），用激光扫描共聚焦显微镜加以观察。正常哺育细胞到11期时，染色的lamin呈弥散的雾状分布并围绕核周，而dcp-1GLC哺育细胞即使到了较晚的14期时，仍然显示界线明确的染色。可见dcp-1突变体在核lamin蛋白的酶切或解聚方面存在缺陷。细胞器Li 等在对C(6)-酰基鞘氨醇诱导胞内囊泡产生的研究中，在不产生中毒效应的情况下，加入10microM C(6)-酰基鞘氨醇以诱导鼠纤维母细胞(3T3-L1和3T3-F442A)凋亡。观察到囊泡的形成与C(6)-酰基鞘氨醇的诱导呈时间依从和剂量依从关系。大量小泡在其加入后8小时内出现，并且随时间而增大；大泡最终分布在核周，而小泡分布在细胞边缘。用抗-溶酶体膜蛋白抗体和共聚焦免疫荧光显微分析，证明增大的囊泡为晚期内吞体/溶酶体。另外，胞内的细胞器都有其适用的荧光探针，如高尔基复合体常用的探针有Dceramide、BODIPY ceramide等，内质网常用的有Dil、DiOC6等，经标记均可进行精细的观察。当然，激光扫描共聚焦显微镜在形态学中的优势更在于其对图像的三维重建功能，从而揭示过去只能在平面上显现的凋亡细胞在三维空间中的结构；而对细胞凋亡的动态过程，它可以用三维加时间的四维方式进行观察，来获取最逼真的形态学资料。凋亡过程中一些特征性的三维形态变化正期待着进一步具体的工作去发现。激光扫描共聚焦显微镜对凋亡细胞的分子水平监测随着分子生物学突飞猛进的发展，关于细胞凋亡分子机制的研究已有了很大的突破。细胞凋亡的信号传递途径及其调控涉及到大量的酶级联反应、生物大分子的空间转移等。而激光扫描共聚焦显微镜以其定性、定量、定时的优点，结合众多荧光探针的应用，成为了研究细胞凋亡分子水平变化的有力手段。DNA大分子DNA断裂以及染色质的异常凝聚，是细胞凋亡的关键，同时也是细胞核在细胞凋亡中具有标志性的变化。Columbara等报道将激光扫描共聚焦显微镜与原位TdT和Poll免疫荧光技术相结合，进而确定双链和单链DNA的断裂点。而在对细胞凋亡和细胞坏死区别的研究中，Kreel等在培养的K562细胞中加入放线菌素D以诱导凋亡，并对细胞的DNA片段进行了3’-末端标记。经激光扫描共聚焦显微镜观察发现K562细胞凋亡早期有大量DNA片段出现，且DNA片段弥散分布于除核仁外的细胞核区。伴随着凋亡的进展，细胞核内出现大量高标记密度的圆形小体。而采用NaN3或快速冻融法使细胞坏死，经激光扫描共聚焦显微镜观察证实，在坏死开始阶段并无DNA片段的出现，至少在坏死发生24小时后才有DNA片段产生。Caase家族Caases是一组高度保守的半胱氨酸蛋白酶，目前发现有11个成员。多数细胞凋亡是以Caase家族蛋白的激活并作用于其关键底物而实现的，而caases激活的关键又在于该家族蛋白间的级联反应，因此caases被认为是细胞凋亡的中心环节和执行者，成为研究的热点。Mandal等用激光扫描共聚焦显微镜对细胞凋亡中激活的caase-3的重分布进行了研究。用丁酸处理细胞后，观察到DNA-PKcs的裂解与caase-3的激活成正相关，而Bcl-2的过度表达则可抑制上述两个过程。同时还证明（1）激活后的caase-3重分布到核区，（2）裂解局部的DNA-PKcs和PARP（polyADP-ribosepolymerase，聚腺苷二磷酸核糖多聚酶），（3）裂解产物又被释放到核外的细胞液。caase-3的抑制物四肽DEVD-CHO又可抑制上述的三个连续的步骤。该研究提示：激活的caase-3在核内的重分布构成了丁酸所诱导的细胞凋亡中的一个重要凋亡信号。另外，在用激光扫描共聚焦显微镜对Q79诱导大鼠神经元凋亡的研究中，Sanchez等发现了Q79对caase-8的聚集和激活，而对caase-8的抑制则阻止了被诱导的细胞凋亡；加以Westernblot分析，还建立了caase-8的激活和某些神经退行性疾病（如舞蹈病）的联系。Grazyme丝氨酸蛋白酶grazyme为另一种重要的凋亡信号分子，对某些caase家族蛋白也有激活作用。Trapani等就证明了杀伤淋巴细胞利用穿孔素和grazymeB的协同作用来诱导靶细胞的凋亡，在其研究中通过激光扫描共聚焦显微镜观察到（1）50%细胞的胞核内快速聚集了以FITC荧光标记的grazymeB（最长7分钟，t1/2为2分钟），然后发生凋亡；（2）其它的细胞只有细胞液内有FITC-grazyme B的摄取，避免了凋亡。此间至少在13分钟后才有DNA碎片的出现，说明核内的grazyme B聚集出现在凋亡的执行阶段之前。并且通过对核内液的处理（加入70KDa FITC-dextran），间接观察到grazyme B的转移并非是因为核膜受caases的作用而破损，而是由于穿孔素的协同。其它以上的介绍显示，激光扫描共聚焦显微镜在检测活细胞酶活性动态变化方面有着突出的优势。实际上，对于细胞凋亡的分子机制这样一个极其复杂的课题，激光扫描共聚焦显微镜的应用远不只限于上述的几种离子和大分子，而是渗透到了大量的分枝课题中去。如在对重要的凋亡负调控蛋白Bcl-2的研究中，Beham等利用基因毒性损害（genotoxic damage）诱导细胞凋亡，并以Bcl-2蛋白抑制其凋亡过程。用激光扫描共聚焦显微镜和Immunoblotting观察显示，Bcl-2的作用在于阻止了诱导产生的p53蛋白向核内的转运。而Ohsawa等对独立于caase家族的另一种重要蛋白酶—组织蛋白酶进行了研究，用血清剥夺法诱导PC12细胞凋亡，并用激光扫描共聚焦显微镜监测了其精细超微结构改变过程和细胞内组织蛋白酶B和D的免疫活度的对比变化。又如，在人胰岛淀粉样多肽（hIA）的研究中，Hiddinga等用表达hIA的质粒转染COS-1细胞诱导凋亡，辅以免疫组化染色，用激光扫描共聚焦显微镜证明了hIA在细胞的内质网和高尔基复合体内呈簇状沉积，并与细胞

生物显微镜观察细胞，光强对细胞状态有影响吗

[b][url=http://www.f-lab.cn/vivo-imaging/micron-iv.html]小动物视网膜成像显微镜Micron IV[/url]特点： [/b]可用于明场、血管结构和荧光(GFP,YFP,mCherry,CFP标记)成像。定制的最先进低噪音三芯片CCD：高灵敏度捕捉微弱的荧光。 近红外成像（可达700-900nm，最高到900nm）视网膜成像精度：小鼠4 μm，大鼠8 μm位滤光片轮，双回补灯及滤光片配置，更加灵活，包含荧光及近红外滤光片，提供亮场和荧光成像模式
 实验台：可三维翻转及旋转，便于调整大小鼠眼睛角度清晰成像。[img=小动物视网膜成像显微镜]http://www.f-lab.cn/Upload/Micron-retinal-imaging.jpg[/img]小动物视网膜成像显微镜Micron IV可提供分辨率达4 μm的高清晰视网膜影像，且与荧光显微镜类似，可观察明视野和荧光（Ex. CFP, GFP, mCh erry等) 影像。方便的软件设计可直接从明场成像转换至荧光成像。[url=http://www.f-lab.cn/Upload/retinal-imaging-micron.jpg][img=小动物视网膜成像显微镜]http://www.f-lab.cn/Upload/retinal-imaging-micron.jpg[/img][/url][b]小动物视网膜成像显微镜Micron IV应用范围：[/b]荧光血管造影糖尿病视网膜病变视网膜母细胞瘤视网膜黄斑衰退症早产儿视网膜病变脉络膜新生血管小动物视网膜成像显微镜：[url]http://www.f-lab.cn/vivo-imaging/micron-iv.html[/url]

如何用普通生物显微镜拍清楚非小细胞肺癌细胞的细胞膜呢

光学显微镜可以看到哪些细胞器

我想做细胞的免疫荧光定位，应该选择什么样的显微镜和摄像机，才能拍到理想的照片

[b]摘要[/b]从首次感染部位向邻近基质的转移入侵是肿瘤发展过程中的关键步骤，研究成果较少。肿瘤入侵的原理以各种体外模型给出了实验性的表述；但是，体内的关键性步骤和机制仍然不清楚。这里，我们通过落射荧光成像和多光子显微镜建立了一个修正的皮肤折叠室模型来阐述关于HT-1080纤维肉瘤细胞的原位移植，生长和入侵。这种策略允许对作为独立细胞或者集体粘丝或者细胞团沿着富含胶原的细胞外基质和增补宿主组织包括纹状肌肉丝和淋巴管的肿瘤生长、肿瘤诱导血管形成和入侵进行重复成像。这个修正的窗口模型将适用于阐述肿瘤转移和入侵的机制，以及相关的实验性治疗。[b]材料与方法[/b]HT-1080双色纤维肉瘤细胞表达细胞质DsRed2和核组蛋白2B（H2B）-EGFP -EGFP (Yamamoto et al. 2004)培养在改良的鹰培养基(PAN Biotech GmbH, Aidenbach, Germany)中，补充10%的胎牛血清(Aurion, Wageningen, The Netherlands)，盘尼西林和链霉素（都100ug/ml PAN)和潮霉素B（0.2mg/ml；Invitrogen, Carlsbad, CA, USA)在37%湿润的5%CO2的培养环境中。小鼠被用异氟烷麻醉并被稳定固定在37℃的温控平台上。使用一个落射多光子显微镜[color=red]（[/color][color=red]TriM Scope, LaVision BioTec[/color][color=red]）[/color]，并配备了OPO装置(OPO APE, Berlin, Germany)用于1100nm波段的双光子激发，以及红外修正的20X/0.95N.A(Olympus)物镜。如果没有特定声明，EGFP，DsRed2和SHG的获取都是使用的832nm的激发光。由带通滤波器确定的检测光波段为400/40(蓝），535/50（绿），605/70（红），和710/75（红外）。以5um的步长对深达250um的成像深度进行顺序3D堆栈。通过向尾静脉注射4mg荧光葡聚糖对血管显影。在注射了淋巴归巢环肽LyP-1（100ug）之后活化的淋巴管被检测到。(Laakkonen et al. 2002)图像被使用ImageJ 1.40 g (W. Rasband, NIH), ImSpector 3.4 (LaVision Bio- Tec GmbH), and Photoshop CS 8.0.1 (Adobe Systems Inc.)重构和分析。以宽的平方X长Xπ/6计算肿瘤体积。有丝分裂和细胞凋亡的比例通过H2B-EGFP模式从每区域30到100个细胞中确定。[b]主要结果 [/b][img=,593,498]http://qd-china.com/uploads/bio-product/51.jpg[/img]Fig.1 在背侧皮肤褶皱室中HT-1080纤维肉瘤细胞的滴落和注射方法比较.6（c）、7（d）天后通过明场和落射荧光显微镜观察的细胞应用，生长位置（a，b）和宏观肿瘤形态。在建立的模型中，允许细胞悬浮液或者细胞球粘附到外科手术准备好的真皮组织表面上，获得了在真皮层与盖玻片（a.c）间的3D肿瘤生长。使用细针将细胞球注射进真皮中阻止盖玻片和真皮内产量增加间的反应（b,d)。标尺1mm（概图）和250um（细节）。 [img=,604,379]http://qd-china.com/uploads/bio-product/52.jpg[/img]Fig 2. 肿瘤生长阶段。 a 由落射荧光显微镜监测的移植瘤生长和入侵的时间进程。新生血管的插入，不存在（3天）和存在（7天）。标尺1mm。b 通过以day 1的体积进行归一化的肿瘤体积。mean+-SD（n=9）。c HT-1080移植肿瘤在6天的时候的肿瘤形态，血管化，分生和凋亡。使用多光子显微镜以激发波长1100nm（左）和832nm（右）获取的一个中央中流区域的3D重构。核形态包括了有丝分裂（白色箭头）和凋亡图（黑色箭头）。标尺50um。插图显示了前相（P）、中相（M）和后相（LA）以及凋亡图（A）。d 对时间依赖的分生和凋亡定量化。数据显示3个非依赖性肿瘤的10-25个独立区域的Mean±SEM。 [img=,617,642]http://qd-china.com/uploads/bio-product/53.jpg[/img]Fig 3. 近红外多光子显微镜显示环绕HT-1080双色肿瘤的肿瘤诱导产生血管及其结构。Z轴为一个6天大肿瘤的从肿瘤边缘（-50um）到肿瘤内部区域（-80um）（红色细胞质；黄色细胞核）。通过FITC-葡聚糖注射现实的密布血管（绿），先前存在的线形血管（绿色箭头）和不规则形状的新生血管（蓝色箭头）。胶原纤维（黑色箭头）和肌肉丝（白色箭头），通过二次谐波检测（灰度）。标尺50um。 [img=,583,768]http://qd-china.com/uploads/bio-product/54.jpg[/img]Fig 4. HT-1080双色细胞的原位入侵模型。a 注射后6天入侵类型的分类。缺少入侵（上，左）并且散布单个细胞（上，右；白色箭头），散射的或者紧密地丝状整体入侵（下图）。标尺250um。 b 45个连续的非依赖性肿瘤的按中所分入侵模式的频率。11天时，沿着纹状肌肉纤维集体入侵丝的定位。标尺100um。d 单一细胞侵入脂肪组织随后进行分散的，部分整体的入侵。对照-少量圆的脂肪细胞（星号）被HT-1080细胞包围。1100nm的激发光来检测遍布的血管(Alexa Fluor 660-dextran,红色),，肿瘤细胞质（绿色假彩），SHG（灰度）；832nm用于肿瘤细胞核（白色）。标尺100um。[img]http://qd-china.com/uploads/bio-product/55.jpg[/img]Fig 5. HT-1080细胞沿淋巴管的入侵。a 由多光子显微镜对边缘而非肿瘤中心的活化淋巴管产生的单幅图片。用FITC连接的LyP-1缩氨酸来检测。深度已标明在图上（um）。b 3D堆栈投影表明淋巴管内（白色箭头）和外淋巴管入侵（黑色箭头）。标尺100um。

现在大多数对细胞超微结构的观察多采用化学染色法固定、染色、脱水、包埋的前处理，电镜观察。想请教一下各位大虾，有没有什么好的技术能实现对活细胞的超微结构的实时动态观察啊？最好不要染色什么的处理，直接在生理状态下就能观察。需要国内能够买到的仪器，谢谢大家了。目前查了一下文献，好像原子力显微镜、相差显微镜说可以，但我看了一下成像，感觉不如电镜的分辨率高啊。还有共聚焦显微镜，需要使用特定的荧光探针。

想问生物显微镜观察细胞，光强会对细胞状态有影响吗，有没有懂这方面的，麻烦说一下谢谢

激光扫描共聚焦显微镜是近十年发展起来的医学图像分析仪器，与传统的光学显微镜相比，大大地提高了分辨率，能得到真正具有三维清晰度的原色图像。并可探测某些低对比度或弱荧光样品，通过目镜直接观察各种生物样品的弱自发荧光。能动态测量Ca2+ 、pH值，Na+、Mg2+等影响细胞代谢的各种生理指标，对细胞动力学研究有着重要的意义。同时激光扫描共聚显微镜可以处理活的标本，不会对标本造成物理化学特性的破坏，更接近细胞生活状态参数测定。可见激光扫描共聚焦显微镜是普遍显微镜上的质的飞跃，是电子显微镜的一个补充，现已广泛用于荧光定量测量，共焦图像分析，三维图像重建、活细胞动力学参数分析和胞间通讯研究等方面，在整个细胞生物学研究领域有着广阔的应用前景。1. 定量荧光测量ACAS可进行重复性极佳的低光探测及活细胞荧光定量分析。利用这一功能既可对单个细胞或细胞群的溶酶体，线粒体、DNA、RNA和受体分子含量、成份及分布进行定性及定量测定，还可测定诸如膜电位和配体结合等生化反应程度。此外，还适用于高灵敏度快速的免疫荧光测定，这种定量可以准确监测抗原表达，细胞结合和杀伤及定量的形态学特性，以揭示诸如肿瘤相关抗原表达的准确定位及定量信息。2. 定量共聚焦图像分析借助于ACAS激光共焦系统，可以获得生物样品高反差、高分辨率、高灵敏度的二维图像。可得到完整活的或固定的细胞及组织的系列及光切片，从而得到各层面的信息，三维重建后可以揭示亚细胞结构的空间关系。能测定细胞光学切片的物理、生物化学特性的变化，如DNA含量、RNA含量、分子扩散、胞内离子等，亦可以对这些动态变化进行准确的定性、定量、定时及定位分析。3. 三维重组分析生物结构ACAS使用SFP进行三维图像重组，SFP将各光学切片的数据组合成一个真实的三维图像，并可从任意角度观察，也可以借助改变照明角度来突出其特征，产生更生动逼真的三维效果。4. 动态荧光测定Ca2+、pH 及其它细胞内离子测定，利用ACAS能迅速对样品的点，线或二维图像扫描，测量单次、多次单色、双发射和三发射光比率，使用诸如Indo-1、BCECF 、Fluo-3等多种荧光探针对各种离子作定量分析。可以直接得到大分子的扩散速率，能定量测定细胞溶液中Ca2+对肿瘤启动因子、生长因子及各种激素等刺激的反应，以及使用双荧光探针Fluo-3和CNARF进行Ca2+和pH的同时测定。5. 荧光光漂白恢复（FRAP）——活细胞的动力学参数荧光光漂白恢复技术借助高强度脉冲式激光照射细胞某一区域，从而造成该区域荧光分子的光淬灭，该区域周围的非淬灭荧光分子将以一定速率向受照区域扩散，可通过低强度激光扫描探测此扩散速率。通过ACAS可直接测量分子扩散率、恢复速度，并由此而揭示细胞结构及相关的机制。6. 胞间通讯研究动物细胞中由缝隙连接介导的胞间通讯被认为在细胞增殖和分化中起非常重要的作用。ACAS可用于测定相邻植物和动物细胞之间细胞间通讯，测量由细胞缝隙连接介导的分子转移，研究肿瘤启动因子和生长因子对缝隙连接介导的胞间通讯的抑制作用，以及胞内Ca2+、PH和cAMP水平对缝隙连接的调节作用。7. 细胞膜流动性测定ACAS设计了专用的软件用于对细胞膜流动性进行定量和定性分析。荧光膜探针受到极化光线激发后，其发射光极性依赖于荧光分子的旋转，而这种有序的运动自由度依赖于荧光分子周围的膜流动性，因此极性测量间接反映细胞膜流动性。这种膜流动性测定在膜的磷脂酸组成分析、药物效应和作用位点，温度反应测定和物种比较等方面有重要作用。8. 笼锁-解笼锁测定许多重要的生活物质都有其笼锁化合物，在处于笼锁状态时，其功能被封闭，而一旦被特异波长的瞬间光照射后，光活化解笼锁，使其恢复原有活性和功能，在细胞的增值、分化等生物代谢过程中发挥功能。利用ACAS可以人为控制这种瞬间光的照射波长和时间，从而达到人为控制多种生物活性产物和其它化合物在生物代谢中发挥功能的时间和空间作用。9. 粘附细胞分选ACAS是目前唯一能对粘附细胞进行分离筛选的分析细胞学仪器，它对培养皿底的粘附细胞有两种分选方法： ① Coolie-CutterTM法，它是Meidian公司专利技术，首先将细胞贴壁培养在特制培养皿上，然后用高能量激光的欲选细胞四周切割成八角形几何形状，而非选择细胞则因在八角形之外而被去除，该分选方式特别适用于选择数量较少诸如突变细胞、转移细胞和杂交瘤细胞，即使百万分之一机率的也非常理想。 ② 激光消除法，该方法亦基于细胞形态及荧光特性，用高能量激光自动杀灭不需要的细胞，留下完整活细胞亚群继续培养，此方法特别适于对数量较多细胞的选择。10. 细胞激光显微外科及光陷阱技术借助ACAS可将激光当作“光子刀”使用，借此来完成诸如细胞膜瞬间穿孔、切除线粒体、溶酶体等细胞器、染色体切割、神经元突起切除等一系列细胞外科手术。通过ACAS光陷阱操作来移动细胞的微小颗粒和结构，该新技术广泛用于染色体、细胞器及细胞骨架的移动。

手机拍摄的显微镜下的H1299细胞照片[img]https://ng1.17img.cn/bbsfiles/images/2023/06/202306302057049569_8139_5389809_3.jpeg[/img]

早在公元前一世纪，人们就已发现通过球形透明物体去观察微小物体时，可以使其放大成像。后来逐渐对球形玻璃表面能使物体放大成像的规律有了认识。1590年，荷兰和意大利的眼镜制造者已经造出类似显微镜的放大仪器。 1611年 Kepler(克卜勒)：提议复合式显微镜的制作方式。 1655年 Hooke(虎克)：「细胞」名词的由来便由虎克利用复合式显微镜观察软木塞上某区域中的微小气孔而得来的。 1674年 Leeuwenhoek(李文赫克)：发现原生动物学的报导问世，并于九年后成为首位发现「细菌」存在的人。1833年 Brown(布朗)：在显微镜下观察紫罗兰，随后发表他对细胞核的详细论述。 1838年 Schlieden and Schwann(雪莱敦及史汪)：皆提倡细胞学原理，其主旨即为「有核细胞是所有动植物的组织及功能之基本元素」。1857年 Kolliker(寇利克)：发现肌肉细胞中之粒线体。 1876年 Abbe：剖析影像在显微镜中成像时所产生的绕射作用，试图设计出最理想的显微镜。 1879年 Flrmming(佛莱明)：发现了当动物细胞在进行有丝分裂时，其染色体的活动是清晰可见的。1881年 Retziue(芮祖)：动物组织报告问世，此项发表在当世尚无人能凌驾逾越。然而在20年后，却有以Cajal(卡嘉尔)为首的一群组织学家发展出显微镜染色观察法，此举为日后的显微解剖学立下了基础。 1882年 Koch(寇克)：利用苯安染料将微生物组织进行染色，由此他发现了霍乱及结核杆菌。往后20年间，其它的细菌学家，像是Klebs and Pasteur(克莱柏和帕斯特)则是藉由显微镜下检视染色药品而证实许多疾病的病因。1886年 Zeiss(蔡氏)：打破一般可见光理论上的极限，他的发明--阿比式及其它一系列的镜头为显微学者另辟一新的解像天地。 1898年 Golgi(高尔基)：首位发现细菌中高尔基体的显微学家。他将细胞用硝酸银染色而成就了人类细胞研究上的一大步。 1924年 Lacassagne(兰卡辛)：与其实验工作伙伴共同发展出放射线照相法，这项发明便是利用放射性钋元素来探查生物标本。 1930年 Lebedeff(莱比戴卫)：设计并搭配第一架干涉显微镜。另外由Zernicke(卓尼柯)在1932年发明出相位差显微镜，两人将传统光学显微镜延伸发展出来的相位差观察使生物学家得以观察染色活细胞上的种种细节。1941年 Coons(昆氏)：将抗体加上萤光染剂用以侦测细胞抗原。 1952年 Nomarski(诺马斯基)：发明干涉相位差光学系统。此项发明不仅享有专利权并以发明者本人命名之。 1981年 Allen and Inoue(艾伦及艾纽)：将光学显微原理上的影像增强对比，发展趋于完美境界。 1988年 Confocal(共轭焦)扫瞄显微镜在市场上被广为使用。

[b][url=http://www.f-lab.cn/cell-analyzers/ctc-enumeration.html]CTC细胞计数成像系统[/url][/b]集细胞荧光成像和罕见细胞计数功能于一体,自动聚焦成像，能够探测超级罕见细胞,包括[color=#333333]循环肿瘤[/color]细胞(Circulating Tumor Cells, CTCs),CTCs细胞。CTC细胞计数成像系统采用Nikon Ti-2倒置荧光显微镜,配备自动扫描显微镜载物台,自动聚焦器件,高灵敏度荧光CCD相机和LED激发光源组建而成。[img=CTC细胞计数成像系统]http://www.f-lab.cn/Upload/CTCs-enumeration.JPG[/img][img=CTC细胞计数成像系统]http://www.f-lab.cn/Upload/CTC-enumeration.JPG[/img]CTC细胞计数成像系统：[url]http://www.f-lab.cn/cell-analyzers/ctc-enumeration.html[/url][b][/b]

900万像素显微镜摄像头加在生物显微镜上所拍细胞核移植显微图片:[IMG]http://mshot.cn//uploadfile/b/RxCGPWaeCYhTU1tWiNYo.jpg[/IMG]

荧光显微镜下H526细胞的慢病毒转染结果