细胞松弛素

冷冻保存技术是将细胞长期维持在稳定的状态，从而应用于各种疾病的诊断和治疗。据1970年代以来的研究显示，多种类型细胞冷冻保存后的存活率会随着冷冻速率的不同而不同。大多数种类细胞的存活率与冷冻速率呈倒U形关系：即当超过最佳冷却速率后，细胞存活率随冷冻速率的增加而迅速下降，当低于最佳冷却速率时，细胞存活率随冷冻速率的降低而迅速下降。在快速冷冻速率下，细胞内的冰晶形成（Intracellular ice formation，IIF）会对细胞造成损害，并随着冷冻速率的增加导致细胞活性丧失。然而，IIF的机制仍无定论，目前业内存在的主要有以下三个假设：（1）Mazur假设称细胞外冰晶可以穿过膜孔生长进而诱导细胞内冰晶形成；（2）Asahina则认为冷冻直接破坏细胞膜是导致IIF的原因；（3）Toner等人则提出表面催化形成晶核是造成IIF的原因。　　传统低温光学显微镜技术是有限的，高速图像采集和双光子显微镜可以提高观察细胞冷冻的空间和时间分辨率，虽然可以在低温下观察细胞反应，却不能与每个细胞的活性相关联。显微拉曼光谱技术可对细胞进行无标记检测，并可用于细胞内水的热力学状态（即液态水与冰）等化学属性进行识别，因此可作为探究细胞冷冻反应的有力工具。此外，显微拉曼光谱的高空间分辨率和可区分细胞膜、线粒体等亚细胞结构的能力意味着该工具可用于进一步探究IIF及其成因，并通过拉曼光谱能够直接表征IIF对细胞活性的影响进而判别冷冻细胞后的活性。　　明尼苏达大学研究团队在Biophysical Journal发表题为“CharacterizingIntracellular Ice Formation of Lymphoblasts Using Low-Temperature RamanSpectroscopy”的研究成果（图1）[1]。研究结果表明显微拉曼光谱技术可用于研究细胞在不同冷冻速率和冷冻液成分下的冷冻反应。通过拉曼光谱发现胞内冰晶形成并不一定会导致细胞死亡，但细胞内冰晶的数量及大小会影响细胞活性。另外研究还发现，细胞内冰晶形成靠近于细胞膜并靠近于细胞外冰晶，而通过增加细胞膜和细胞外冰晶间的距离可以减少IIF；实验使用细胞松弛素D破坏肌动蛋白细胞骨架以改变细胞膜的渗透性来增加胞内冰晶形成量，当存在胞内冰晶时，可以显著的观察到细胞内渗透梯度，这些观察结果揭示了细胞膜与胞外冰晶的相互作用是导致IIF的原因。图1 研究成果（图源：[1]）　　此项研究选用Jurkat细胞作为淋巴细胞的模型细胞，采用的共聚焦显微拉曼系统Alpha 300R配备：UHTS300光谱仪、600 l/mm光栅以及DV401 CCD检测器。激发光源波长为532 nm，100×物镜(NA=0.9)，聚焦在被测物上的光功率为10mW，显微分辨率约为296 nm。将细胞冷冻至-50℃，并在成像前保持20分钟。每幅图像有60×60个像素，每个像素点采集的积分时间为0.2秒，因此，对整个细胞进行成像总共需要12分钟。分别在第20、80和140分钟时对相同细胞进行拉曼光谱成像采集，以排除来自激光照射带来的光损伤/光漂白的热量影响。　　单细胞中细胞色素c的分布被作为冷冻状态下细胞活性的衡量标准，其拉曼成像结果与台盼蓝染色结果高度一致。细胞色素c的空间分布使用 Moran' s I量化，并被用作细胞活性的标记。Moran' s I是一种基于信号位置和强度的进行空间相关性度量的方法，其值为-1时表示信号完全分散，+1时表示信号完全相关，0时表示信号随机分布。细胞色素c在750、1127、1314和1585 cm-1处具有强烈的拉曼信号，本实验以1127 cm-1作为标记峰用于生成细胞色素c的拉曼成像，并通过吖啶橙/碘化丙啶（Acridine orange/Propidium iodide，AO/PI）染色验证解冻后细胞的活性。根据常见的细胞内、外物质的特征峰位置（表1，图2），整合每个像素的光谱来组合拉曼成像，表征冰晶的大小、冷冻保护剂的细胞内浓度以及外部冰与细胞膜的接近程度。表1 拉曼光谱的波数分布数据来源：[1]∣制表：生物探索编辑团队图2 不同物质的拉曼光谱（图源：[1]）　　注：1)海藻糖；2)葡聚糖；3)DMSO；4)=细胞色素c；5)冰；6)冷冻保存在10% DMSO中的Jurkat细胞。根据左边的特定信号渲染出右边图像，并以光学显微镜图像为参考。　　结果发现：1　　细胞色素c的拉曼光谱可表征细胞复温后活性　　解冻后细胞复苏率与冷冻速率的之间的函数绘制曲线呈倒U形，可知“最佳”冷冻速率为1-3℃/min，当冷冻速率高于该曲线时认为是过快的，并会与IIF相关（图3A）。在冷冻细胞的不同焦平面上获得的拉曼成像显示，细胞中间（中心）的细胞色素c图像提供了最强的信号（图3B）。台盼蓝染色阴性细胞（活细胞）的细胞色素c局部拉曼信号强且最低Moran' s I值为0.65，而台盼蓝染色阳性细胞（死细胞）没有可区分的细胞色素c拉曼峰（图3C）。因此，可使用0.65的Moran' s I值作为区分活细胞和死细胞的阈值水平。图3 Jurkat细胞活性的拉曼检测（图源：[1]）　　注：（A）在10% DMSO中冷冻Jurkat细胞后的复苏率与冷冻速率的函数曲线图。（B）冷冻细胞在三个不同深度焦平面上细胞色素c的拉曼成像。（C）通过拉曼光谱检测冷冻后Jurkat细胞的活性并使用台盼蓝进行验证，对应的细胞色素c的拉曼特征、拉曼成像和计算的Moran' s I值。2　　拉曼光谱可分析细胞内冰晶的形成　　拉曼光谱测定了细胞在1、10和50℃/min冷冻速率下的细胞活性：以1℃/min冷冻保存后的细胞中有80%是活的，以10℃/min冷冻保存后的有60%的细胞是活的，而以50℃/min冷冻保存后的只有20%的细胞是活的（图4A）。每个细胞内冰的相对量可以根据冰的横截面积与细胞的横截面积的比值（Aic）来估计。Aic与不同冷冻速率相关性函数（图4B），Aic随着冷却速率的增加而增加。统计Aic与Moran' s I值的函数曲线图，结果表明活细胞中的冰晶比死细胞少，但存在群体上的差异（图4C）。图4 不同冷却速率下细胞内细胞色素C和冰晶的分布（图源：[1]）3　　基于拉曼图像可计算IIF的冰晶尺寸及位置　　在不同冷冻速率下，大多数细胞仅存在小冰晶。图5 细胞内冰晶的拉曼成像（图源：[1]）4　　拉曼图像可表征冰晶、细胞膜和IIF的相互作用　　分别将细胞以10℃/min的冷冻速率在10% DMSO或10% DMSO+10%葡聚糖中进行冷冻保存。通过拉曼成像分析IIF和Aic，细胞通常存在于相邻冰晶之间的未冷冻溶液中（图6A）。实验观察指定了两个不同的区域：1）细胞外冰晶靠近细胞膜的区域；2）相邻冰晶之间的区域，其中细胞膜远离细胞外冰晶（图6B）。通过测量细胞和细胞外冰晶之间的未冷冻溶液的厚度来表示细胞膜与细胞外冰晶的接近度（图6C）。图6 在10% DMSO或10% DMSO+10%葡聚糖中冰和Aic的拉曼图像（图源：[1]）5　　拉曼验证破坏细胞骨架增加了细胞内冰晶的形成量　　质膜不是孤立地起作用，而是与细胞中的其他结构相互作用，特别是细胞骨架。为了确定破坏膜结构对IIF的影响，将Jurkat细胞放置于50以及250μM细胞松弛素D（Cytochalasin D，CD）中培养30分钟，然后在10% DMSO中以10℃/分钟的速率进行冷冻。对于存在CD的实验，在10个细胞中有2个中观察到大块冰晶（图7A）。约83%的细胞靠近细胞膜存在比例很高的细胞外冰晶，其中带有大块冰晶的细胞确认死亡，而带有小冰晶的细胞部分死亡部分存活。细胞内冰晶与细胞膜的空间定位确证在细胞外冰晶附近（图7B）。在所有实验条件下，IIF的细胞比例相同（100%），但结果显示Aic会随着CD浓度的增加而显著增加（图7C）。图7 细胞松弛素破坏细胞骨架对IF的影响（图源：[1]）此项研究证实了拉曼光谱技术可用于研究细胞在不同冷冻速率、不同冷冻保护剂下的冷冻反应。此外研究还表明了IIF靠近于细胞膜，特别是与细胞外冰晶相邻的位置。随着靠近细胞膜且与胞外冰晶相邻的比例增加，IIF比例也会增加，并且随着细胞膜和胞外冰晶之间的距离减小，IIF比例也会随之增加，这些结果表明细胞膜和细胞外冰晶之间的相互作用是造成IIF的原因。该研究还进一步了解了冷冻保护剂的潜在作用机制，但是，研究中无法通过拉曼技术将细胞骨架与细胞内其他蛋白质成分区分开来，因此也无法明确IIF是否会损害细胞骨架。

在纤维纺丝、薄膜拉伸和塑料注塑成型加工过程中，聚合物结晶一般都发生在高速取向变形过程中，这一过程还伴随着聚合物的应力松弛。因此聚合物结晶、取向和松弛这三种非平衡动力学过程相互竞争，对应的调控因素例如加工温度、应变速率和拉伸应力就共同决定着聚合物材料制品最终的半结晶织态结构及其综合性能。在国家自然科学基金委的项目支持下，南京大学胡文兵课题组在采用动态蒙特卡洛分子模拟研究应变诱导聚合物结晶微观机理方面近年来取得了一系列的进展。分子模拟结果揭示了应变诱导结晶成核阶段所存在的分子内链折叠成核和分子间缨状微束成核之间的竞争关系（Polymer, 2013, 54, 3402）以及结晶成核、晶体生长和后生长三个阶段不同的链折叠变化趋势及其微观机理（Polymer, 2014, 55, 1267）；研究还推广到双链长分布聚合物（Chin. J. Polym. Sci., 2014, 32, 1218），无规共聚物（Soft Matter, 2014, 10, 343 Eur. Polym. J., 2016, 81, 34 Polymer, 2016, 98, 282），溶液聚合物（J. Phys. Chem. B, 2016, 120, 6890），结晶/非晶共混物（J. Phys. Chem. B, 2016, 120, 12988），外消旋共混物（J. Phys. Chem. B, 2018, 122, 10928）和短链支化聚合物（Polym. Int., 2019, 68, 225）等复杂多组分体系。最近，他们将麦克斯韦应力松弛模型引入到每条高分子链中。分子模拟结果揭示了非晶聚合物应力松弛的熵势垒微观机制（Chin. J. Polym. Sci., 2021, 39, 906）以及聚合物重复单元结构间各种局部相互作用对链扩散势垒的贡献（Polymer, 2021, 224, 123740），他们甚至还发现了低温区非晶聚合物非线性粘弹性的微观发生机制（Chin. J. Polym. Sci., 2021, 39, 1496）。他们进一步对比了引入和不引入应力松弛的聚合物拉伸结晶过程，如图1所示，发现应力松弛在结晶成核、晶体生长和后生长阶段三个阶段都发挥了独特的作用。图1：没有应力松弛（Strain-induced）和引入应力松弛（Stress-induced）的聚合物应变诱导结晶对比示意图。在结晶成核阶段，聚合物的取向变形减小了构象熵，提升了聚合物的平衡熔点，导致结晶成核的过冷度，即热力学驱动力增强，于是结晶的起始应变随温度升高而变大。增大应变速率，聚合物链内调整这一动力学效应将推迟结晶成核的发生，结晶的起始应变也相应变大。一开始他们合理地猜想应力松弛将削弱聚合物的取向变形程度，给热力学上带来不利于结晶成核的作用。由于在高速拉伸过程中应力松弛的时间窗口很小，对聚合物取向变形程度的影响较为有限，实际的模拟结果显示这一热力学效应并不明显。实际上引入应力松弛对结晶起始应变的影响与增大应变速率的效果相似，即在高温区都不改变结晶的起始应变，说明聚合物来得及链内调整；在低温区都增大了结晶的起始应变，说明应力松弛对结晶主要起到了动力学阻滞效应，而不是预期的热力学削弱效应。在晶体生长阶段，由于折叠链片晶生长动力学主要由链内次级成核机理所控制，应力松弛同样在动力学上阻滞晶体生长。于是，应力松弛显著减缓了拉伸过程中结晶度随应变增大而提高的动力学过程，导致在相同应变程度下，引入应力松弛的结晶过程所能达到的结晶度相对较低。在后生长阶段，聚合物晶体发生应变诱导的熔融重结晶过程。在这一过程中晶体的折叠链被迫打开转变为伸直链，片晶转化为纤维晶，对应于半结晶聚合物冷拉的细颈化过程。分子模拟观察到熔融重结晶带来显著的应力松弛加速现象，证明外力做功迫使折叠链晶体熔化，然后以重结晶生成伸直链纤维晶的形式将外界冲击能转化为热能耗散到周边的环境中去，从而使得半结晶聚合物表现出优异的韧性特点，不同于金属和陶瓷材料。这一阶段应力松弛与增大应变速率对结晶形态的影响有所不同：在其它条件相同时，应力松弛显著减少晶粒的数目，而增大应变速率显著减小晶粒的尺寸，如图2所示。图2：不同拉伸速率下应变诱导与应力诱导结晶的晶区形貌快照，20000对应于相对慢速的拉伸应变过程，5000对应于中速应变。这项工作揭示了聚合物应力松弛、拉伸变形和结晶这三个非平衡过程之间在聚合物取向结晶过程中的微观相互竞争机理，有助于更好地理解实际聚合物高速取向加工成型过程中的高分子结晶行为以及各种加工因素对半结晶聚合物制品内部结构和性能的调控机制。相关成果发表在Polymer（2021, 235, 124306）。论文的第一作者是博士生罗文。文章链接：https://doi.org/10.1016/j.polymer.2021.124306

本文作者：王文会 清华大学精仪系 长聘副教授王文会，清华大学精仪系长聘副教授，博士生导师，入选国家海外高层次人才引进计划青年项目。主要从事微操作器件和系统、机器人自动化技术、及其在生命科学仪器领域的应用研究工作。项目来源包括国家重点专项、科技创新2030—“脑科学与类脑研究”重大项目、国家自然科学基金仪器项目、面上项目等；在Small，Lab Chip，Small Methods，Biosensors and Bioelectronics，Analytical Chemistry，IEEE Trans等期刊上发表50多篇SCI论文，获得授权发明专利12项（包括2项美国专利）。近年的研究兴趣在于单细胞操控和理化特性表征技术、系统及应用。清华大学王文会教授团队在阻抗流式细胞术上取得系列进展对单细胞生物特性的表征有助于揭示细胞的基本结构、功能信息及其病理状态，基于单细胞的研究可以更深层次揭示生命的本质和规律，对生命科学研究、疾病诊断和个性化医学意义重大。细胞内的生理变化常伴随着化学和物理修饰重组，可以通过生物化学和生物物理的方法对单细胞进行表征。生物化学方法通常利用生化标记识别细胞及其状态，特异性高，但是需要先验知识且检测成本高。而生物物理方法利用细胞的机械、电学等固有表型特征，能够实现对单细胞的快速无创无标记表征，方便对细胞进行后续操作如分选、培养和组学分析等。目前，单细胞生物物理特性表征已有不少经典方法，如原子力显微镜、光镊和膜片钳等，提供了有效的手段，但是这些技术检测流程繁琐、系统复杂且通量低。而作为一种能够精确操控微尺度流体的新兴手段，微流控技术所需样本体积小、生物相容性高且响应速度快，使得其成为当前单细胞研究中不可或缺的工具。微流控技术不断地应用于单细胞生物物理表征。在电学特性方面，研究者已成功利用电旋转、电阻抗谱和阻抗流式技术测量细胞膜电容等电学参数；在机械特性方面，研究者基于诱导变形原理，成功利用光、机、电、声等物理场实现对细胞杨氏模量等机械参数的测量。从Coulter计数器发展而来的阻抗流式细胞术IFC具有通量大的优势，在技术和应用上取得了很大的进展，但在提取单细胞的本征参数方面还存在低效、解算慢、模态单一、准确性未知、易堵塞等问题。基于常用的电阻抗流式器件结构和测量架构（图1），清华大学王文会教授团队近年在解决以上这几个问题方面取得了一系列进展。图1. 阻抗流式细胞术基本架构针对单细胞本征特性是否可用阻抗流式表征的问题，利用最小流阻流体捕获原理（Lab on a Chip, Outside Front Cover, 2021, 2486-2494 Lab on a Chip, Outside Back Cover, 2016, 4507-4511），设计U型微流道结构（图2），可以使同一个细胞以流式流经一组IFC电极后，到达设有另一组EIS电极的捕获点位。在两组电极处分别进行阻抗流式测量和阻抗谱测量，结果发现离散的阻抗流式数据点与阻抗谱数据吻合度极高，在三个量级的流速（10-1000 nL/min）下，其相对偏差5%，证明了阻抗流式术可以替代阻抗谱实现对单细胞阻抗本征参数的提取，同时该结构也允许流式和阻抗谱测量同时进行，实现在通量和准确性上的相互补充（Analytical Chemistry, 2019, 91(23): 15204）。图2. 阻抗流式细胞术与阻抗谱互补针对电学本征参数的计算往往通过复杂的生物物理模型离线拟合，耗时较长，难以满足下游操控分析环节的实时在线需求的问题，提出了神经网络赋能的实时在线电学本征参数提取技术，基于神经网络实现对单细胞电学本征参数的加速求解（图3）。相比传统的梯度拟合计算方法，单细胞事件的推理时间约为0.3 ms，速度提升了10000倍，在实验部署中，电学本征参数测量通量接近100/秒。获得的本征参数用于细胞分类，可将准确率从不到80%提升到93%。通过让同一批细胞来回往复测量区进行十次电学测量，本征参数的变化4%；对细胞的染色与培养表明，细胞仍保持活性且增殖率和控制组的细胞没有特别明显的差别，证明电学表征不会显著影响细胞活力（Lab on a Chip, Outside Back Cover & 2021 Hot Articles, 2022, 240-249）。图3. 神经网络加速求解细胞电学本征参数针对阻抗流式通常只求解电学特性参数的局限，提出基于阻抗数据的电学-机械双模态本征参数提取技术（图4）。利用流道结构和电极的空间耦合以及阻抗测量的高时空分辨率特性，使阻抗信号同时包含细胞电学特性及通过收缩通道过程中挤压的动态形变信息。通过构建电阻抗-细胞形变映射模型，发现测量电阻与细胞伸长量成正比，从而能够将测得的阻抗信号定量映射到细胞机械形变。同时采用分时复用传感策略，利用差分传感信号将电脉冲和幂律时变阻抗信号以分时复用的方式集成，从而实现单细胞电学-机械双模态本征特性表征。在不需要使用相机的情况下，仅使用阻抗数据后，测量的通量大幅提高。通过获得的数据，首次发现1 μM级浓度的细胞松弛素可能是诱导处理细胞骨架发生显著变化的阈值。针对常用的细胞分类任务，基于神经网络利用电学-机械双模态本征参数实现了明显高于基于单一电学特性和机械特性的93.4%高分类准确率，相比电学和机械特性分类准确率的绝对值分别提高了12.3%和5.1%，说明单细胞生物物理特性的多模态测量能够更特异地对细胞进行表型分析（Small Methods, Back Cover, 2022, 6(7), 2200325 Small, Frontispiece, 2023, DOI: 10.1002/smll.202303416）。图4. 使用电阻抗同时求解电学-机械学本征特性参数针对单细胞电学表征准确性未知的不足，利用辛醇辅助脂质体组装方法合成了类细胞大小的脂质体，以脂质体作为单壳模型粒子，结合阻抗测量芯片与测量系统构建了测量平台，提出了单细胞电学模型测量准确性评估和相应的补偿技术（图5）。研究发现，当传感区尺寸接近被测粒子时，通过模型拟合得到的电学本征参数与真值的相对误差小于10%，此时电极间距与流道宽度主要通过影响测量体积分数而对测量准确性产生影响，从而基本验证了单细胞电学测量模型的准确性。但是由于电学测量模型通过对流道中间高度电场强度进行建模计算，共面电极产生的电场在流道高度方向的不均匀衰减将导致流道高度对电学模型测量准确性的影响最大，测量相对误差高达30%（ACS Sensors, 2023, 8(7), 2681–2690）。而这种误差，可以通过在流道中设计合适的电极，将粒子的空间位置与电极上的响应信号对应起来（Analytical Chemistry, Supplementary Cover, 2023, 95(15), 6374-6382）。这样，通过响应信号，推导出粒子的瞬间空间位置，代入对应的电学模型中，即可实现更为准确的单细胞电学特性测量。图5. 合成类细胞脂质体评估电阻抗测量的准确性及位置误差估计针对窄流道电阻抗易堵塞的问题，提出了在阻抗流式术中使用非导电粘性鞘液的方法（图6）。此前的研究还没有搞清使用流道和鞘液在阻抗测量方面的准确性是否有变化，以及使用什么样的鞘液性能更好。因此，首先在流道MC和鞘液SC上下游两处布置了电极测量阻抗，发现文献中报道过的辛醇和去离子水表现不一样，其中去离子水作鞘液时，阻抗准确性降低显著，而辛醇则变化不大。由此推断鞘液-主流道溶液界面的稳定性至关重要。通过使用具有不同粘性的PEG溶液作为鞘液，实验证明粘性越高，鞘液-主流道溶液界面的稳定性越高，准确性越高。此外，PEG溶液还能让阻抗测量的信噪比（1.42x）、灵敏度（7.92x）都有所提升，在半小时的实验中没有观察到堵塞或堵塞的迹象。从获得的电阻抗信号中解算出细胞电学参数，并用于典型的细胞分类应用，其准确度可达93%，与不使用鞘液的阻抗流式取得的最好表现相当（Lab on a Chip, Inside Back Cover, 2023, 23, 2531-2539）。图6. 使用非导电粘附鞘液提升电阻抗测量性能以上这些进展，丰富了阻抗流式细胞术的技术体系，提出的技术和方法对平台的架构关系并不是紧密耦合，其适用性较为宽广，可在阻抗流式细胞术的不同平台实现中灵活选用。致谢：感谢国家自然科学基金的资助，NSFC (no. 62174096, 52105572)。