植物汁液

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植物汁液相关的耗材

  • RHS植物比色卡
    RHS植物比色卡名称:植物比色卡 型号:RHS 产地:英国用途: RHS标准比色卡是植物颜色鉴定的参考标准。该比色卡对于重视精确区分植物颜色的园艺工作者来说是必备的。不仅仅是重视颜色的园艺工作者,该比色卡对于食品制造商、化学工程公司和面料设计师也都有很大的作用,因为它逐渐发展成了符合自然本身颜色的比色卡,成为了一个非常有用的工具。2015年第六版在2007年已有的884种颜色上又增添了36种颜色,920种颜色分布在230张卡上,组成了1套4个易学易用的扇形,每个色标都有一个中央舷窗,在对比颜色时,可以放在下面。比色卡表面的光滑涂层增强了其抗划痕性,该比色卡还提供了六种语言(英语、法语、荷兰语、法语、俄语及日语)的使用说明。特点:比色卡是专门针对大自然存在的颜色而设计,能够准确地描述任一颜色;目前比色卡具有的颜色数是920种颜色;比色卡分为四个容易使用的颜色扇面,每个颜色片都有一个小洞,能够覆盖的颜色之上观察其是否匹配。主要应用:园艺领域:精确对比植物的颜色;食物生产领域:标准化食物颜色;化学工业领域:标准化化学品颜色。产地:英国
  • MP 植物样本RNA提取 试剂盒
    植物与我们的生活息息相关,五谷杂粮满足每日饮食所需,棉麻织物让我们远离严寒。而从植物组织中进行高质量的RNA提取是分子生物学实验的必要前提,如cDNA文库的构建、荧光定量PCR检测、Northern杂交、原位杂交等。从植物组织中提取纯度高、完整性好的RNA是顺利进行上述研究的关键所在。【植物样本RNA提取棘手问题】许多植物组织特别是植物的果实(例如苹果、樱桃、李子、葡萄等)和树木类植物中富含酚类化合物。多酚是植物细胞中的一类次级代谢物,因其具有多个酚基团而得名,种类繁多,结构各异,含量仅次于纤维素【1】。在植物材料匀浆时,多酚易被氧化形成醌类物质与RNA不可逆的结合,导致提取的RNA纯度降低,影响后续的分子实验进行【2】。多糖的污染是提取植物RNA时常遇到的另一个棘手的问题。植物组织中往往富含多糖,而多糖的许多理化性质与RNA很相似,因此很难将它们分开。在去除多糖的同时RNA也易被裹携走,造成RNA产量的减少;而在沉淀RNA时,会产生多糖的凝胶状沉淀,这种含有多糖的RNA沉淀难溶于水,或溶解后产生粘稠状的溶液【3】。由于多糖可以抑制许多酶的活性,因此污染了多糖的RNA样品无法用于进一步的分子生物学研究【4】。【FastRNATM Win Kit for Plant】如何着手解决以上问题呢?MP Biomedicals推出了一款能从植物细胞和组织中分离和纯化高质量总RNA的提取试剂盒——FastRNATM Win Kit for Plant。本款试剂盒采用快速、简便的硅胶柱膜吸附纯化方式,20~30分钟内即可轻松完成提取;内含裂解介质管Z,配合使用FastPrep® 仪器能够高效裂解任何植物组织。两种裂解缓冲液,可轻松解决上述多酚和多糖干扰RNA提取的问题。裂解缓冲液中包含的载体材料(mineral carrier material)可通过结合来达到去除DNA的目的,无需额外的DNA酶消化处理步骤。【轻松解决样本污染烦恼】1.可轻松快速地从任何植物样品中分离总RNA彻底且可重复的样品裂解,然后进行有效的结合-洗涤-洗脱纯化过程。2.可获得高纯度总RNA,获得更好的RT-PCR结果通过载体材料(mineral carrier material)可有效去除基因组DNA污染。无需DNase消化处理。3.可以同时分离蛋白质4.两种裂解缓冲液:确保完全去除PCR抑制剂Lysis Solution PS:可特别针对多糖含量高的植物样品。Lysis Solution PH:优化针对酚含量高的植物样本。5.无有害试剂成分6.搭配仪器使用,提升实验效率针对绝大多数植物样本,搭配使用FastPrep® 仪器,可在5min中内完成最高多达48个样本的处理。【一目了然的操作流程】【新品订购】相关文献【1】宋立江, 狄莹, 石碧. 植物多酚研究与利用的意义及发展趋势[J]. 化学进展, 2000, 12(2):161.【2】刘芳, 官春云. 富含多酚类植物RNA提取的研究进展[J].作物研究, 2015(1).【3】李宏,王新力.植物组织RNA提取的难点及对策[J].生物技术通报,1999(1),1:36-39【4】Fang G , Hammar S , Grumet R . A quick andinexpensive
  • Munsell植物组织比色卡
    Munsell植物组织比色卡名称:植物组织比色卡 型号:Munsell 产地:美国用途:Munsell植物组织比色卡是一套植物学家的色彩指南。共分为十七个活页的色彩图表,通常被用来测定和记录植物组织的颜色。这个信息对科学家在工作中掌握植物的成长速度,营养的缺乏,植物的疾病以及其他植物的成长过程起着至关重要的作用。产地:美国

植物汁液相关的仪器

  • 德国MEKU块茎植物汁液提取仪用于实验室植物汁液提取使用,分类为农业生态,块茎植物汁液提取对于某些实验来说是非常重要的环节,我们举例每年的秋季到来就会有很多的柳絮飘落,如果要防止柳絮飘落就要提取其汁液进行研究和分析,在用方法来控制,这款设备在运用方面也是非常的方便的,简装而实用的方式,操作也是很简单的,没有复杂的操作流程,只需几步就能够完成植物汁液的提取,块茎植物例如:马铃薯、山药、芋头、菊芋、半夏、甘露子等等,这些就是块茎植物,用这款设备就能够提取其汁液进行研究分析。产品特点:1、体积小巧,外出方便携带;2、实用、简单、快捷;3、操作简单,使用方便;4、性能稳定可靠;5、检测速度快而准;6、安全措施也做的比较到位。基本参数:1、尺寸:250x600x500mm;2、重量:30kg;3、冲洗时间:1-10秒;4、工作压力:4-6巴;5、压缩空气连接:10巴;6、电源:400 VAC3 / 50 Hz。德国MEKU块茎植物汁液提取仪对种在地下生长的食物进行分析,例如马铃薯长牙了之后就不能使用,但是也有没长牙的也是不能使用的,就需要用这款设备进行测试分析后得出的结论,神奇之处就在这里,假如说没有检测是设备后果不堪设想,所以科技的力量是不可忽视的,如今科技的发展程度,技术上也是比较成熟的,然而现在的科技都是依靠电子科技相互融合的结果,成功就需要磨练和时间来证明,今天我们所介绍的这款设备也是经历过很长时间的磨练和技术性的研究成果。
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  • 植物水势仪 400-875-3669
    一、植物水势仪用途 HED-ZWSS型植物水势状况测定仪是用于测定植物水势(Ψ)和它的组成成分及压取木质部导管汁液供成分分析用的一种仪器。可用它研究植物的水分关系和植物与环境的关系。适用于植物生理学、生态学、农学、林学及牧草等研究。据此指导作物及林草的合理用水和抗旱育种工作,是教学和科研工作的重要仪器之一。它操作简便、快速,适用于室内和室外野外作业。 二、植物水势仪仪器的规格参数 1、测量范围:0—10.00MPa;数字显示读数 2、读取精度:0.01MPa 3、外形体积:550mm×280mm×350mm 4、仪器净重:9kg 三、植物水势仪的测定原理 植物在土壤—植物—大气连续系统中,根不断从土壤中吸收水分,而叶片又不断向周围环境散失水分,在这种水势梯度系统中,植物根—茎—叶也存在水势梯度,使木质部导管中的细小水柱受空气低水势的负压影响,形成水分向上运输的拉力。当植物枝条或叶片被切下时,导管中这种被拉紧的水柱断裂,水柱会从切口处向上端内部收缩。将切下的材料装入仪器的压力室内(操作程序见下),使切口一端伸出室外密封起来,加压,使枝条或叶片内的张力重新平衡把小水柱推回恰到切口表面为止,所有的压力即为植物的水势值。
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  • 仪器介绍 HM-ZSS植物水势测定仪,是用于测定植物水分状况和它的组成成分及压去木质部位导管汁液提供成分分析用的一种分析仪器。可以利用此仪器研究植物的水分关系和植物与环境的关系。HM-ZSS植物水势测定仪适用于植物生理学、生态学、农学、林学及牧草等的研究。据此指导作物及林草的合理用水和抗旱育种等工作,是从事农林教学和科研工作的重要仪器. 该仪器操作简便,检测快速,同时适用于室内和室外及野外测量。 仪器测量原理: 植物在土壤——植物——大气的连续系统中,植物的根茎不断从土壤中吸收水分,而叶片又不断地向周围环境蒸发散失掉水分,在这种水势的梯度系统中,植物的根——茎——叶之间也一定存在着水势梯度关系,使木质导管中的细小水柱受空气低水势的负压影响,形成水分向上运输的拉力。当植物枝条或叶片被切下时,导管中这种被拉紧的水柱断裂,水柱会从切口处向上端内部收缩。将切下的材料装入仪器的压力室内(操作程序见下章节),使切口的一端伸出室外密封起来,然后加压,使枝条或叶片内的张力重新平衡,把小水柱推回恰好到切口表面为止,此时水滴检测探头自动检测水滴的渗出,自动锁存测量数据。仪器显示的压力值就是当前植物的水势值。 仪器功能特点: 1、大屏幕液晶显示,全中文菜单操作。 2、测量方式:自动测量、手动测量一键式切换。 3、MPa与Bar两种测量单位可供选择。 4、液晶屏显示的压力值就是当前植物的水势值。 5、强大的存储功能,可存储4000条记录。 6、一键式删除所有测量数据。 7、可以通过USB线上传电脑,上位机软件自动分析测量数据。 8、测量数据可以报表的形式查看,并可以选择时段查询查看。 9、可将存储记录的数据以EXCEL格式备份保存,方便以后调用。 技术参数: 检测范围:0-3.5Mpa 显示方式:液晶屏显示 读取精度:0.01Mpa 仪器外型及尺寸:箱一:560mm×400mm×280mm 箱二:630mm×400mm×310mm 电源:12v/2.5Ah锂电池,具有时钟功能。 仪器净重:每个箱子重量:15Kg左右 存储容量4000条记录。 可以通过USB线上传电脑,上位机软件自动分析测量数据
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  • 湿法消解植物样柑橘叶出现碳化

    最近在做植物样品,拿标准物质柑橘叶和灌木枝叶摸条件,0.5g加混酸(硝酸:高氯酸 4:1)10ml过夜冷浸,次日100度低温消解,柑橘叶出现严重的碳化现象,灌木枝叶正常。1、怀疑是温度高和样品取样量大,然后0.2g--80度,结果还是会出现碳化。2、怀疑粒度太小,然后自己粉碎同是革质的杠柳叶,分别过筛40、60、100、200目筛,同称取0.5g--10ml-100度消解,无碳化现象。不知大家有无做植物样消解,特别是做过柑橘叶的没有,出现过这样的情况吗?再次提出这个问题,只因一直未解决

  • 夏天驱蚊虫植物1

    驱蚊/防蚊植物的原理是什么?驱蚊植物通常都是属于香草类的植物,它们能散发出特殊的气味,达到驱赶蚊虫的功能,这些香草类植物多能够提炼成精油,在日常中也能泡茶或在料理中增添香气,是一种人类很喜欢,蚊虫却避之唯恐不及的植物类型。驱蚊/防蚊植物薄荷不用放扩香,也能有透心凉的清新香气,这个厉害的植物就是薄荷!薄荷里具有驱蚊虫效果的薄荷醇,且在被蚊虫叮咬过后,还可以将薄荷叶的汁液敷于涂在被叮咬的地方帮助止痒,对人体无害,家裡有宠物也安心。

  • 手持式植物养分速测仪如何检测植物叶面温度

    手持式植物养分速测仪如何检测植物叶面温度

    [size=16px]  手持式植物养分速测仪如何检测植物叶面温度  手持式植物养分速测仪通常不用于测量叶面温度,而是用于测量植物的营养元素含量、叶绿素含量等参数。要测量叶面温度,通常需要使用红外热像仪或红外温度计等专门的仪器。以下是如何使用红外热像仪来测量植物叶面温度的一般步骤:  准备手持式植物养分速测仪:  打开手持式植物养分速测仪,并确保它已经达到稳定的工作状态。  根据仪器的使用说明,进行必要的校准和设置。  准备测量环境:  在测量之前,确保测量环境没有明显的干扰因素,如直射阳光、风、或其他热源。  将手持式植物养分速测仪对准要测量的植物叶面区域。  进行测量:  按下手持式植物养分速测仪上的触发按钮来拍摄或记录叶面的红外热图像。  等待仪器处理图像数据,以获取叶面温度信息。  手持式植物养分速测仪可以直接显示叶面温度,而其他仪器可能需要将数据传输到计算机或移动设备上进行分析。  分析结果:  分析所获得的红外热图像,查看叶面温度的分布情况。  记录或分析所需的温度数据,以了解植物的温度状况。  云唐手持式植物养分速测仪能够测量物体表面的温度,因此可以用于监测植物叶面的温度分布,以帮助农业和植物研究人员更好地理解植物的生长和健康状态。要获得准确的叶面温度数据,确保仪器的使用和环境设置是适当的,并根据仪器的说明进行操作。[img=,690,690]https://ng1.17img.cn/bbsfiles/images/2023/09/202309181128595765_5081_6098850_3.jpg!w690x690.jpg[/img][/size]

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  • 【赛纳斯】什么是毒 品原植物!
    盼望着,盼望着,二月龙抬头,春风拂柳,万物复苏,在这万紫千红春光灿烂的时节,有些特殊的植物也悄悄“小荷才露尖尖角”,而它们一旦落入不法分子手中,那么就会变成可怕的毒 品.那什么是毒 品原植物呢?毒 品原植物,即用来提炼、加工成鸦片、海洛因、甲基苯丙胺、吗啡、可卡因等麻醉药品和精神药品的原植物。大麻大麻是一年生植物,含有400多种化学物质,其中有60多种具有类似的化学特性,因此被统称为大麻素。吸食大麻的人会出现严重的健康问题,如支气管炎、肺气肿和支气管哮喘。长期大剂量使用大麻可引起脑退行性变化的脑疾病、严重的行为损伤、免疫系统抑制和神经疾病等。罂粟罂粟是一年生草本。叶片碧绿,花朵五彩缤纷,茎株亭亭玉立,葫果高高在上,夏季开花,花大,单生枝顶。花瓣4片,红色、紫色或白色。果实球形或椭圆形,种子小而多。罂粟是制取鸦片的主要原料,从葫果上提取的汁液,可加工成鸦片、吗啡和海洛因。罂粟成为世界上毒 品的重要根源,因而罂粟这一美丽的植物被称为恶之花。古柯植物古柯原产南美洲高山地区,属于当地的一大特产,可以制作成医用局部麻醉剂。古柯叶能够提取出的古柯碱(Cocaine),主要用于制造毒 品可卡因。恰特草巧茶,又名阿拉伯茶、也门茶、埃塞俄比亚茶、恰特草,是一种卫矛科巧茶属的植物,分布在热带非洲、埃塞俄比亚、阿拉伯半岛等地。"巧茶"酷似市场上常见的苋菜,吸毒者可以直接像吃生菜一样嚼食,如果将恰特草晒千,外形又像茶叶一样,但无论是生吃还是晒干磨粉冲服,服食后的效果与海洛因相差无几,毒效惊人且成瘾性大。迷幻蘑菇“迷幻蘑菇”是一种非食用毒草。外形与普通菇相似,茎粗,顶部亦尖长及细小,在一些地方被加工成粉末食用,味苦,让人神经麻痹出现幻觉,因而得名。迷幻蘑菇中含有一种被称为裸盖菇素的物质,这种物质是一种血清素受体激动剂。在血清素缺席的场合,它能够刺激一些受体,使人产生做梦一样的感受。它能导致神经系统的紊乱和兴奋,人的言行失去控制。手持式拉曼光谱仪针对新形势下禁毒应用,厦门赛纳斯自主研发了1064 nm的手持式拉曼光谱仪,内置大量管控精神类药品和麻醉药品、毒 品数据库,结合表面增强拉曼试剂可实现低浓度(
  • 美国农业部修订种植植物进口法规
    美国农业部动植物卫生检验局(APHIS)近日发布一份最终通知,向“待有害生物风险分析后批准的植物列表”(NAPPRA)中添加来自所有国家的31种检疫性有害生物和几乎来自所有国家的107种宿主的13种检疫性害虫。该法规将于2013年5月20日生效。这是APHIS首次向NAPPRA添加新的类别。   2011年,APHIS建立一项新的“待有害生物风险分析后批准的植物列表”,旨在防止检疫性害虫进入美国境内。最终规则建立了两个分类单元列表:一个列表为检疫性有害种植植物名单,另一个列表为检疫性有害生物宿主植物名单。已经被认定为含有检疫性有害种植植物的单元列表,其列表将包括单元列表名称。对于检疫性有害生物宿主植物单元列表,该列表将包括单元列表名称、该类植物未被批准进口的国家以及受到关注的检疫性害虫。一旦有证据表明进口的植物类群有可能构成风险,NAPPRA就允许APHIS迅速采取行动,同时继续允许公众参与该过程。   APHIS预计将在未来几天发布最终规则和相关提案。
  • 博伦气象发布HPV 植物茎流传感器/植物液流计新品
    HPV 茎流量传感器/Sap Flow SensorHPV茎流量传感器是一款校准型、低成本的热脉冲液流传感器,输出校准液流量、热速、茎水含量、茎温等数据,功耗低,内置加热控制,同时改善了传统的加热方式,其原理采用双方法(DMA)热脉冲法,测量范围:-200~+1000cm/hr(热流速度)或-100~+2000cm3/cm2/hr (茎流通量密度),可广泛用于于茎流量监测、植物茎流蒸发计算、植物茎流蒸腾量、植物灌溉等植物茎流是树木内部的“水”运动,而蒸腾是从叶片通过光合作用蒸发流出的水分。树液流量和蒸腾量之间有很强的关联性,通常理解是同一回事。但是,严格地说,它们是不同的,这体现在它们是如何被测量的。SAP流量以L/hr(或每天、每周等)为单位进行测量。蒸腾量以每小时、每天、每星期等毫米(mm)为单位测量。 蒸散量=蒸腾量+蒸发量 蒸腾量以毫米为测量单位,可与降雨量以毫米计作比较。随着时间的推移,降雨量(水输入)应与蒸腾量(输出)相匹配。如果蒸腾作用更高,通常是树木作物的蒸腾作用,那么这种差异必须通过灌溉来弥补。 蒸发量(evaporation),蒸发量是指在一定时段内,由土壤或水中的水分经蒸发而散布到空中的量。1mm(降雨量)=1㎡地面1kg水1mm(蒸腾量)=1㎡叶面积的1升树液流量(水) 例如:在果园和葡萄园等有管理的树木作物系统中,蒸发量与蒸腾量相比非常小。因此,为了简化测量,通常忽略蒸发量,将蒸腾量取为平均蒸散量(ETo)。 技术指标测量范围:-200~+1000cm/hr(热流速度)分辨率:0.001cm/hr准确度:±0.1cm/hr探针尺寸:φ1.3mm*L30mm温度位置:外10mm,内20mm针距:6mm探针材质:316不锈钢温度范围:-30~+70℃响应时间:200ms加热电阻:39Ω,400J/m电源:12V DC电流:空闲5mA, 测量茎流量传感器参考文献:1. Kim, H.K. Park, J. Hwang, I. Investigating water transport through the xylem network in vascular plants.J. Exp. Bot. 2014, 65, 1895–1904. [CrossRef] [PubMed]2. Steppe, K. Vandegehuchte, M.W. Tognetti, R. Mencuccini, M. Sap flow as a key trait in the understanding of plant hydraulic functioning. Tree Physiol. 2015, 35, 341–345. [CrossRef] [PubMed]3. Vandegehuchte, M.W. Steppe, K. Sap-flux density measurement methods: Working principles andapplicability. Funct. Plant Biol. 2013, 40, 213–223. [CrossRef]4. Marshall, D.C. Measurement of sap flow in conifers by heat transport. Plant Physiol. 1958 , 33, 385–396.[CrossRef] [PubMed]5. Cohen, Y. Fuchs, M. Green, G.C. Improvement of the heat pulse method for determining sap flow in trees. Plant Cell Environ. 1981, 4, 391–397.[CrossRef]6. Green, S.R. Clothier, B. Jardine, B. Theory and practical application of heat pulse to measure sap flow.Agron. J. 2003, 95, 1371–1379. [CrossRef]7. Burgess, S.S.O. Adams, M.A. Turner, N.C. Beverly, C.R. Ong, C.K. Khan, A.A.H. Bleby, T.M. An improved heat-pulse method to measure low and reverse rates of sap flow in woody plants. Tree Physiol. 2001 , 21, 589–598. [CrossRef]8. Forster, M.A. How reliable are heat pulse velocity methods for estimating tree transpiration? Forests 2017 , 8, 350. [CrossRef]9. Bleby, T.M. McElrone, A.J. Burgess, S.S.O. Limitations of the HRM: Great at low flow rates, but no yet up to speed? In Proceedings of the 7th International Workshop on Sap Flow: Book of Abstracts, Seville, Spain, 22–24 October 2008.10. Pearsall, K.R. Williams, L.E. Castorani, S. Bleby, T.M. McElrone, A.J. Evaluating the potential of a novel dual heat-pulse sensor to measure volumetric water use in grapevines under a range of flow conditions. Funct. Plant Biol. 2014, 41, 874–883. [CrossRef]11. Clearwater, M.J. Luo, Z. Mazzeo, M. Dichio, B. An external heat pulse method for measurement of sap flow through fruit pedicels, leaf petioles and other small-diameter stems. Plant Cell Environ. 2009 , 32, 1652–1663.[CrossRef]12. Green, S.R. Romero, R. Can we improve heat-pulse to measure low and reverse flows? Acta Hortic. 2012 , 951, 19–29. [CrossRef]13. Green, S. Clothier, B. Perie, E. A re-analysis of heat pulse theory across a wide range of sap flows. Acta Hortic. 2009, 846, 95–104. [CrossRef]14. Ferreira, M.I. Green, S. Concei??o, N. Fernández, J. Assessing hydraulic redistribution with thecompensated average gradient heat-pulse method on rain-fed olive trees. Plant Soil 2018 , 425, 21–41.[CrossRef]15. Romero, R. Muriel, J.L. Garcia, I. Green, S.R. Clothier, B.E. Improving heat-pulse methods to extend the measurement range including reverse flows. Acta Hortic. 2012, 951, 31–38. [CrossRef]16. Testi, L. Villalobos, F. New approach for measuring low sap velocities in trees. Agric. Meteorol. 2009 , 149, 730–734. [CrossRef]17. Vandegehuchte, M.W. Steppe, K. Sapflow+: A four-needle heat-pulse sap flow sensor enabling nonempirical sap flux density and water content measurements. New Phytol. 2012, 196, 306–317. [CrossRef] [PubMed]18. Kluitenberg, G.J. Ham, J.M. Improved theory for calculating sap flow with the heat pulse method.Agric. For. Meteorol. 2004, 126, 169–173. [CrossRef]19. Vandegehuchte, M.W. Steppe, K. Improving sap-flux density measurements by correctly determiningthermal diffusivity, differentiating between bound and unbound water. Tree Physiol. 2012 , 32, 930–942.[CrossRef]20. Looker, N. Martin, J. Jencso, K. Hu, J. Contribution of sapwood traits to uncertainty in conifer sap flow as estimated with the heat-ratio method. Agric. For. Meteorol. 2016, 223, 60–71. [CrossRef]21. Edwards, W.R.N. Warwick, N.W.M. Transpiration from a kiwifruit vine as estimated by the heat pulsetechnique and the Penman-Monteith equation. N. Z. J. Agric. Res. 1984, 27, 537–543. [CrossRef]22. Becker, P. Edwards, W.R.N. Corrected heat capacity of wood for sap flow calculations. Tree Physiol 1999 , 19, 767–768. [CrossRef]23. Hogg, E.H. Black, T.A. den Hartog, G. Neumann, H.H. Zimmermann, R. Hurdle, P.A. Blanken, P.D. Nesic, Z. Yang, P.C. Staebler, R.M. et al. A comparison of sap flow and eddy fluxes of water vapor from aboreal deciduous forest. J. Geophys. Res. 1997, 102, 28929–28937. [CrossRef]24. Barkas, W.W. Fibre saturation point of wood. Nature 1935, 135, 545. [CrossRef]25. Kollmann, F.F.P. Cote, W.A., Jr. Principles of Wood Science and Technology: Solid Wood Springer: Berlin Heidelberg, Germany, 1968.26. Swanson, R.H. Whitfield, D.W.A. A numerical analysis of heat pulse velocity and theory. J. Exp. Bot. 1981 ,32, 221–239. [CrossRef]27. Barrett, D.J. Hatton, T.J. Ash, J.E. Ball, M.C. Evaluation of the heat pulse velocity technique for measurement of sap flow in rainforest and eucalypt forest species of south-eastern Australia. Plant Cell Environ. 1995 , 18, 463–469. [CrossRef]28. Biosecurity Queensland. Environmental Weeds of Australia for Biosecurity Queensland Edition Queensland Government: Brisbane, Australia, 2016.29. Steppe,K. de Pauw, D.J.W. Doody, T.M. Teskey, R.O. A comparison of sap flux density using thermaldissipation, heat pulse velocity and heat field deformation methods. Agric. For. Meteorol. 2010 , 150, 1046–1056. [CrossRef]30. López-Bernal, A. Testi, L. Villalobos, F.J. A single-probe heat pulse method for estimating sap velocity in trees. New Phytol. 2017, 216, 321–329. [CrossRef] [PubMed]31. Forster, M.A. How significant is nocturnal sap flow? Tree Physiol. 2014, 34, 757–765. [CrossRef] [PubMed]32. Cohen, Y. Fuchs, M. Falkenflug, V. Moreshet, S. Calibrated heat pulse method for determining water uptake in cotton. Agron. J. 1988, 80, 398–402. [CrossRef]33. Cohen, Y. Takeuchi, S. Nozaka, J. Yano, T. Accuracy of sap flow measurement using heat balance and heat pulse methods. Agron. J. 1993, 85, 1080–1086. [CrossRef]34. Lassoie, J.P. Scott, D.R.M. Fritschen, L.J. Transpiration studies in Douglas-fir using the heat pulse technique. For. Sci. 1977, 23, 377–390.35. Wang, S. Fan, J. Wang, Q. Determining evapotranspiration of a Chinese Willow stand with three-needleheat-pulse probes. Soil Sci. Soc. Am. J. 2015, 79, 1545–1555. [CrossRef]36. Bleby, T.M. Burgess, S.S.O. Adams, M.A. A validation, comparison and error analysis of two heat-pulse methods for measuring sap flow in Eucalyptus marginata saplings. Funct. Plant Biol. 2004 , 31, 645–658.[CrossRef]37. Madurapperuma, W.S. Bleby, T.M. Burgess, S.S.O. Evaluation of sap flow methods to determine water use by cultivated palms. Environ. Exp. Bot. 2009, 66, 372–380. [CrossRef]38. Green, S.R. Measurement and modelling the transpiration of fruit trees and grapevines for irrigationscheduling. Acta Hortic. 2008, 792, 321–332. [CrossRef]39. Intrigliolo, D.S. Lakso, A.N. Piccioni, R.M. Grapevine cv. ‘Riesling’ water use in the northeastern UnitedStates. Irrig.Sci. 2009, 27, 253–262. [CrossRef]40. Eliades, M. Bruggeman, A. Djuma, H. Lubczynski, M. Tree water dynamics in a semi-arid, Pinus brutiaforest. Water 2018, 10, 1039. [CrossRef]
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