推荐厂家
暂无
暂无
1、核酸抽提原理 简单地讲,核酸抽提包含样品的裂解和纯化两大步骤。裂解是使样品中的核酸游离在裂解体系中的过程,纯化则是使核酸与裂解体系中的其它成分,如蛋白质、盐及其它杂质彻底分离的过程。 经典的裂解液几乎都含有去污剂 (如 SDS、Triton X-100、NP-40、Tween 20 等) 和盐 (如Tris、EDTA、NaCl 等)。盐的作用,除了提供一个合适的裂解环境 (如 Tris),还包括抑制样品中的核酸酶在裂解过程中对核酸的破坏(如 EDTA)、维持核酸结构的稳定 (如 NaCl)等。去污剂则是通过使蛋白质变性,破坏膜结构及解开与核酸相连接的蛋白质,从而实现核酸游离在裂解体系中。裂解体系中还可能加入蛋白酶;利用蛋白酶将蛋白质消化成小的片段,促进核酸与蛋白质的分开,同时,也便于后面的纯化操作以及获得更纯的核酸。也有直接使用高浓度的蛋白质变性剂 (如GIT、GuHCl 等) 裂解的,该方法已经成为了 RNA 抽提的主流,却不是基因组 DNA 抽提的主流。 最常用的纯化方法,一是PC 抽提 + 醇沉淀,二是介质纯化。第一种方法是利用 PC对裂解体系进行反复抽提以去除蛋白质,实现核酸与蛋白质的分离;再用醇将核酸沉淀下来,实现核酸与盐的分离。第二种方法则是利用某些固项介质,在某些特定的条件下,选择性地吸附核酸,而不吸附蛋白质及盐的特点,实现核酸与蛋白质及盐的分离。高盐沉淀去除蛋白质是第一种纯化方法的一个变体,省略了 PC操作的麻烦。当然,也有不纯化的抽提方法,但是用途多局限于简单的 PCR。其它杂质 – 如多糖、多酚等 -的去除,基本上都是在这两种方法的基础上,通过增加一些特别的试剂,或者增加一些额外的步骤来实现的。2、了解你的实验样品 如果你研究某个实验样品,并且要抽提它的核酸,以下的信息一定要先行收集:该样品的核酸含量、酶含量、特殊杂质含量。如果你对样品的特点一无所知,当样品稍微有一点复杂时,抽提核酸的实验就会碰到许多问题。以血液为例,如果你不知道鸟的血液中有核细胞的含量是人血的千倍左右,而使用人血一样的起始量去抽提鸟血的基因组 DNA,怎么可能成功?失败了又怎么知道原因所在?同时,只有对实验样品有所了解,才能正确选择裂解方法。 绝大部分情况下,使用新鲜样品可以获得最好的结果。对一些杂质含量高的样品,如果使用新鲜样品抽提基因组 DNA 是碰到杂质残留过大的问题,可以试一下 -20C保存一天后再抽提的对策,可能会有意想不到的效果。样品如果因为某些原因必须先行保存,也要先简化一下样品:血液最好只保存有核细胞;将样品分割后保存,避免反复冻融。如果实验室不具备合适的保存条件,将样品先裂解后再保存,是一个不错的选择。3、裂解方法的评价 含蛋白酶的裂解方法,可以认为是抽提基因组 DNA 的首选。裂解包括膜蛋白的游离和与基因组 DNA相连接的蛋白质的游离。蛋白酶的作用是使蛋白质变小,故而对蛋白质的游离有巨大的促进作用;同时,巨大的基因组 DNA是很容易“缠”住大分子的东西的,蛋白质被蛋白酶消化变小后,则不容易被基因组 DNA“缠”住,有利于蛋白质在纯化操作中的去除,使最终获得的基因组 DNA 的纯度更高。另外一个思路是,如果基因组 DNA 与蛋白质“缠”在一起,在纯化的过程中有两种可能:如果基因组 DNA 的特性占优势,则纯化时以 DNA的形式被保留下来,导致蛋白质的残留;如果蛋白质的特性占优势,则纯化时以蛋白质的形式被去除,导致 DNA 的损失。有些样品,如肌肉,即使是RNA 抽提,也强烈建议使用含蛋白酶的裂解液 (或者在操作中的某个时候使用蛋白酶消化蛋白质),原因在于这些样品中的蛋白质,是非常难以去除的。该方法是获得最大得率和最高纯度的基础。 不使用蛋白酶的去污剂裂解方法,仍然在细胞基因组 DNA抽提方面有优势,尤其是当得率和纯度要求不是最高,而经济性及操作简单很重要时。控制好裂解液/样品的比例是该方法成功的关键。该方法结合高盐沉淀,可以实现最简单的操作,但纯度及得率的稳定性可能会比用 PC 抽提的差一些。 高浓度蛋白质变性剂 (如 GIT、GuHCl 等)的裂解方法,是抽提 RNA 的首选。总 RNA 的抽提,最重要的是快速裂解细胞膜,至于与基因组 DNA 相连接的蛋白质的裂解以及基因组与蛋白质“缠”住的问题,因为都不会对以后的纯化产生大的影响,可以不考虑。高浓度蛋白质变性剂能快速破坏细胞膜,进而迅速抑制住细胞内的 RNA酶,从而确保了 RNA 的完整性。除了极少量不适用该方法的样品 – 主要是植物,其它绝大部分样品的 RNA的抽提,都可以以高浓度的蛋白质变性剂为基础的。该方法也可用于基因组 DNA 抽提,非常快速简单,但纯度不是很高。 含 CTAB的裂解液,几乎成为富含多糖的样品,如细菌、植物的基因组 DNA 抽提的首选裂解方法。该方法成功与否与两个因素有关:一是 CTAB的质量,二是洗涤的彻底程度。CTAB 的质量对裂解效率有很大的影响,而且,似乎还说不清楚原因,因为即使是同一公司生产的纯度一样的CTAB,批号不同,效果就可能差别很大。洗涤去除 CTAB 要比其它的盐难一些,同时, CTAB的少量残留也会对酶活性有巨大影响,所以洗涤是否彻底也是该方法成功与否的关键。裂解时的温度,多使用65C;但如果发现降解严重或者得率太低,可以试一下 37C – 45C 这个相对低温的区域。 SDS碱裂解法是质粒抽提的首选裂解方法,具有快速、得率高、几乎无基因组 DNA污染的特点。控制好裂解液/菌体的比例和操作的温和是该方法成功的关键。蛋白质的沉淀效率在 4C 会更好一些,所以,加入溶液 III 后在 4C静置一段时间以及采用 4C 离心去蛋白质,都可以提高质量。该方法不一定要使用 PC 纯化,但结合 PC 纯化,可以获得纯度很高的质粒。RNA的去除可以靠在溶液 I 中加入 RNase A (100ug/ml) 或者在最后的溶解液中加入 RNase A (25 ug/ml)来实现。总的感觉是,在溶液 I 中使用 RNase A,RNA 的残留少一些。不过,经典沉淀几乎没有办法彻底去除 RNA 残留。另外,对大质粒(50 kb 以上),该方法可能会有问题。 PCR模板的简易裂解方法,也是使用面很广的一类方法。该方法的特点是无须纯化,样品被裂解后即可直接取裂解液用于PCR,非常快速。也正因为不纯化,所以,假阴性 (即没有扩增出来的阳性)比例也比较高。该方法最简单的裂解液就是水,复杂一点的就会含有一些不会抑制后续的 PCR 反应,而且能提高裂解效率,甚至还可能部分消除样品内抑制PCR 反应杂质的东西,如 Triton X-100、甲酰胺等。再复杂一点的就会含有诸如 Chelex 100之类的能吸附部分杂质的介质。操作也非常简单,多使用温度的变化来实现样品的裂解,如煮沸、或者高温-低温的多次循环等。该方法最适合从一大堆样品中找出阳性样品,但却不适合用于判断某一个样品是阳性还是阴性。降低样品使用量可以提高阳性率,因为样品量的降低,同时意味着 PCR 的抑制物量的降低。 选择了合适的裂解液,下一步就是要控制好样品与裂解液的比例。这个问题非常重要,但却没有获得足够的重视。严肃的参考资料,都应该会提供一个简单的比例,如1ml 裂解液可以用于 T mg 组织或者 C个细胞;我的建议是,你的样品量绝对要小于资料所提供的。起始样品用多大,并没有具体的说法。如果不是样品量有限,则以能抽提出满足数次成功实验所需的核酸量,作为决定样品起始量的基础,会比较合理的。不要因为 1ml 裂解液可以抽提 100mg 样品,就一定使用 100mg样品。裂解液的用量,表面上与抽提的结果 (纯度及得率)没有关系,然而,在实际操作中,对结果是有比较大的影响的。裂解液的用量原则是:确保能彻底裂解样品,同时使裂解体系中核酸的浓度适中。浓度过低,将导致沉淀效率低,影响得率;浓度过高,去除杂质的过程复杂且不彻底,导致纯度下降。另外,裂解液的用量是以样品中蛋白质的含量为基准的,而不是以核酸含量为基准,这一点务必牢记。4、纯化方法 评价 PC 抽提/醇沉淀方法,是一个永不过时的方法。稳定、可靠、经济、方便。PC抽提可以彻底去除蛋白质,醇沉淀可以去除盐,对于一般的干净的样品 (杂质为蛋白质),该方法完全可以获得高质量的核酸。虽然每次 PC抽提都会损失一部分核酸(因为不可能将水相全部移取),以及低浓度核酸的醇沉淀效率低,但这些问题都可以靠操作的调整而得以解决或者减少影响。该方法的最大的问题是不适合大规模抽提。 PC抽提是去除蛋白质的一个非常有效的手段。苯酚能使蛋白质变性,变性后的蛋白质从水相中被析出,处于苯酚中或者苯酚/水相之间。PC抽提的关键是,一要混匀彻底,二要用量足够。彻底混匀,才能确保苯酚与蛋白质的充分接触,使蛋白质完全变性。许多人总是担心混匀的剧烈程度是否会对核酸,尤其是基因组 DNA 造成破坏,实际上大可不必如此小心。剧烈的混匀操作,是会部分打断大分子的基因组 DNA,但该破坏作用不会强烈到 DNA变成 10kb 以内的小片段。手剧烈晃动混匀后,基因组 DNA 的片段,大部分会大于 20kb,这个大小,除了一些特别的要求外,对 PCR和酶切,都是完全适用的。如果要求的片段非常大,如构建文库用,则不能使用剧烈的混匀方法,而只能来回温和颠倒混匀 –此时的关键是:裂解液的比例要足够大,使体系不要太粘稠。用量要足够,是因为苯酚去除蛋白质是有一定的饱和度的。超过了该饱和度,裂解体系中的蛋白质不会被一次去除,必须靠多次抽提,方可
近日打了一个关于核酸抽提的基础现状的草稿;没有去找参考书润色,所以会有点凌乱。首先声明的是:这篇东西只为有一定核酸抽提基础知识的人准备,同时也将会及时修改 (我突然发现了 edit 的功能)。那些分子生物学的过客,最好不要看本文;一是我的思维有点跳跃,二则是没有必要糟蹋自己的时间。写这篇东西的另外一个原因是,我一直在思考如何简化经典的无介质的核酸抽提程序。最经典的是裂解一步,去蛋白质一步,核酸沉淀一步; DNAzol 将这三步并成了一步,按道理已经简化到了极致。事实是,DNAzol 并没有被大家认可,其原因大概还是质量不太可靠吧。现在也有使用 Proteinase K 消化后直接沉淀核酸的方法,三步简化成了两步,可我总觉得醇的沉淀不可能彻底去除 Proteinase K。明年大概还没有生物学的诺贝尔奖会花落中国的,那么先求得一个核酸抽提最简单的非介质方法世界领先如何?一笑!也一定。================================================1:核酸抽提原理简单地讲,核酸抽提包含样品的裂解和纯化两大步骤。裂解是使样品中的核酸游离在裂解体系中的过程,纯化则是使核酸与裂解体系中的其它成分,如蛋白质、盐及其它杂质彻底分离的过程。经典的裂解液几乎都含有去污剂 (如 SDS、Triton X-100、NP-40、Tween 20 等) 和盐 (如 Tris、EDTA、NaCl 等)。盐的作用,除了提供一个合适的裂解环境 (如 Tris),还包括抑制样品中的核酸酶在裂解过程中对核酸的破坏 (如 EDTA)、维持核酸结构的稳定 (如 NaCl) 等。去污剂则是通过使蛋白质变性,破坏膜结构及解开与核酸相连接的蛋白质,从而实现核酸游离在裂解体系中。裂解体系中还可能加入蛋白酶;利用蛋白酶将蛋白质消化成小的片段,促进核酸与蛋白质的分开,同时,也便于后面的纯化操作以及获得更纯的核酸。也有直接使用高浓度的蛋白质变性剂 (如 GIT、GuHCl 等) 裂解的,该方法已经成为了 RNA 抽提的主流,却不是基因组 DNA 抽提的主流。最常用的纯化方法,一是 PC 抽提 + 醇沉淀,二是介质纯化。第一种方法是利用 PC 对裂解体系进行反复抽提以去除蛋白质,实现核酸与蛋白质的分离;再用醇将核酸沉淀下来,实现核酸与盐的分离。第二种方法则是利用某些固项介质,在某些特定的条件下,选择性地吸附核酸,而不吸附蛋白质及盐的特点,实现核酸与蛋白质及盐的分离。高盐沉淀去除蛋白质是第一种纯化方法的一个变体,省略了 PC 操作的麻烦。当然,也有不纯化的抽提方法,但是用途多局限于简单的 PCR。其它杂质 – 如多糖、多酚等 - 的去除,基本上都是在这两种方法的基础上,通过增加一些特别的试剂,或者增加一些额外的步骤来实现的。 2:了解你的实验样品如果你研究某个实验样品,并且要抽提它的核酸,以下的信息一定要先行收集:该样品的核酸含量、酶含量、特殊杂质含量。如果你对样品的特点一无所知,当样品稍微有一点复杂时,抽提核酸的实验就会碰到许多问题。以血液为例,如果你不知道鸟的血液中有核细胞的含量是人血的千倍左右,而使用人血一样的起始量去抽提鸟血的基因组 DNA,怎么可能成功?失败了又怎么知道原因所在?同时,只有对实验样品有所了解,才能正确选择裂解方法。绝大部分情况下,使用新鲜样品可以获得最好的结果。对一些杂质含量高的样品,如果使用新鲜样品抽提基因组 DNA 是碰到杂质残留过大的问题,可以试一下 -20C 保存一天后再抽提的对策,可能会有意想不到的效果。样品如果因为某些原因必须先行保存,也要先简化一下样品:血液最好只保存有核细胞;将样品分割后保存,避免反复冻融。如果实验室不具备合适的保存条件,将样品先裂解后再保存,是一个不错的选择。3:裂解方法的评价含蛋白酶的裂解方法,可以认为是抽提基因组 DNA 的首选。裂解包括膜蛋白的游离和与基因组 DNA 相连接的蛋白质的游离。蛋白酶的作用是使蛋白质变小,故而对蛋白质的游离有巨大的促进作用;同时,巨大的基因组 DNA 是很容易“缠”住大分子的东西的,蛋白质被蛋白酶消化变小后,则不容易被基因组 DNA “缠”住,有利于蛋白质在纯化操作中的去除,使最终获得的基因组 DNA 的纯度更高。另外一个思路是,如果基因组 DNA 与蛋白质 “缠”在一起,在纯化的过程中有两种可能:如果基因组 DNA 的特性占优势,则纯化时以 DNA 的形式被保留下来,导致蛋白质的残留;如果蛋白质的特性占优势,则纯化时以蛋白质的形式被去除,导致 DNA 的损失。有些样品,如肌肉,即使是 RNA 抽提,也强烈建议使用含蛋白酶的裂解液 (或者在操作中的某个时候使用蛋白酶消化蛋白质) ,原因在于这些样品中的蛋白质,是非常难以去除的。该方法是获得最大得率和最高纯度的基础。不使用蛋白酶的去污剂裂解方法,仍然在细胞基因组 DNA 抽提方面有优势,尤其是当得率和纯度要求不是最高,而经济性及操作简单很重要时。控制好裂解液/样品的比例是该方法成功的关键。该方法结合高盐沉淀,可以实现最简单的操作,但纯度及得率的稳定性可能会比用 PC 抽提的差一些。高浓度蛋白质变性剂 (如 GIT、GuHCl 等) 的裂解方法,是抽提 RNA 的首选。总 RNA 的抽提,最重要的是快速裂解细胞膜,至于与基因组 DNA 相连接的蛋白质的裂解以及基因组与蛋白质 “缠”住的问题,因为都不会对以后的纯化产生大的影响,可以不考虑。高浓度蛋白质变性剂能快速破坏细胞膜,进而迅速抑制住细胞内的 RNA 酶,从而确保了 RNA 的完整性。除了极少量不适用该方法的样品 – 主要是植物,其它绝大部分样品的 RNA 的抽提,都可以以高浓度的蛋白质变性剂为基础的。该方法也可用于基因组 DNA 抽提,非常快速简单,但纯度不是很高。含 CTAB 的裂解液,几乎成为富含多糖的样品,如细菌、植物的基因组 DNA 抽提的首选裂解方法。该方法成功与否与两个因素有关:一是 CTAB 的质量,二是洗涤的彻底程度。CTAB 的质量对裂解效率有很大的影响,而且,似乎还说不清楚原因,因为即使是同一公司生产的纯度一样的 CTAB,批号不同,效果就可能差别很大。洗涤去除 CTAB 要比其它的盐难一些,同时, CTAB 的少量残留也会对酶活性有巨大影响,所以洗涤是否彻底也是该方法成功与否的关键。裂解时的温度,多使用 65C;但如果发现降解严重或者得率太低,可以试一下 37C – 45C 这个相对低温的区域。SDS 碱裂解法是质粒抽提的首选裂解方法,具有快速、得率高、几乎无基因组 DNA 污染的特点。控制好裂解液/菌体的比例和操作的温和是该方法成功的关键。蛋白质的沉淀效率在 4C 会更好一些,所以,加入溶液 III 后在 4C 静置一段时间以及采用 4C 离心去蛋白质,都可以提高质量。该方法不一定要使用 PC 纯化,但结合 PC 纯化,可以获得纯度很高的质粒。RNA 的去除可以靠在溶液 I 中加入 RNase A (100ug/ml) 或者在最后的溶解液中加入 RNase A (25 ug/ml) 来实现。总的感觉是,在溶液 I 中使用 RNase A,RNA 的残留少一些。不过,经典沉淀几乎没有办法彻底去除 RNA 残留。另外,对大质粒 (50 kb 以上),该方法可能会有问题。PCR 模板的简易裂解方法,也是使用面很广的一类方法。该方法的特点是无须纯化,样品被裂解后即可直接取裂解液用于 PCR,非常快速。也正因为不纯化,所以,假阴性 (即没有扩增出来的阳性) 比例也比较高。该方法最简单的裂解液就是水,复杂一点的就会含有一些不会抑制后续的 PCR 反应,而且能提高裂解效率,甚至还可能部分消除样品内抑制 PCR 反应杂质的东西,如 Triton X-100、甲酰胺等。再复杂一点的就会含有诸如 Chelex 100 之类的能吸附部分杂质的介质。操作也非常简单,多使用温度的变化来实现样品的裂解,如煮沸、或者高温-低温的多次循环等。该方法最适合从一大堆样品中找出阳性样品,但却不适合用于判断某一个样品是阳性还是阴性。降低样品使用量可以提高阳性率,因为样品量的降低,同时意味着 PCR 的抑制物量的降低。选择了合适的裂解液,下一步就是要控制好样品与裂解液的比例。这个问题非常重要,但却没有获得足够的重视。严肃的参考资料,都应该会提供一个简单的比例,如 1ml 裂解液可以用于 T mg 组织或者 C 个细胞;我的建议是,你的样品量绝对要小于资料所提供的。起始样品用多大,并没有具体的说法。如果不是样品量有限,则以能抽提出满足数次成功实验所需的核酸量,作为决定样品起始量的基础,会比较合理的。不要因为 1ml 裂解液可以抽提 100mg 样品,就一定使用 100mg 样品。裂解液的用量,表面上与抽提的结果 (纯度及得率) 没有关系,然而,在实际操作中,对结果是有比较大的影响的。裂解液的用量原则是:确保能彻底裂解样品,同时使裂解体系中核酸的浓度适中。浓度过低,将导致沉淀效率低,影响得率;浓度过高,去除杂质的过程复杂且不彻底,导致纯度下降。另外,裂解液的用量是以样品中蛋白质的含量为基准的,而不是以核酸含量为基准,这一点务必牢记。
从前乡愁就是一张张火车票我在这头故乡在那头。现在乡愁是一张张核酸证明我在这头故乡说:你就在那头吧,别回这头!