高阶结构分析

单克隆抗体(mAb)是制药行业增长最快的治疗方法之一，mAb的高阶结构(HOS)影响药物与靶标的结合特异性，从而影响治疗效果和副作用。若储存而导致HOS发生变化，例如蛋白质错误折叠和聚集，会导致稳定性降低、功效丧失或可能的免疫原性。因此，监测HOS对保证mAb疗法的有效性和安全性至关重要。X射线晶体学和核磁共振(NMR)光谱可以提供原子级分辨率，但存在费时费样品的缺点；生物物理技术，如差示扫描量热法(DSC)、动态光散射(DLS)、荧光光谱、红外(IR)光谱和圆二色(CD)光谱只能提供低分辨率的整体构象。焦碳酸二乙酯(DEPC)作为亲电子试剂能够修饰溶剂可接近的亲核侧链（Cys、His、Lys、Thr、Tyr、Ser）和蛋白质的N末端，这些残基产生的羧基化产物具有+72.021Da的质量转移，经过蛋白水解消化、液相色谱分离和串联质谱分析后，可以识别和半定量特定的蛋白质修饰位点。将一种条件（例如天然）与另一种条件（例如加热）进行比较时，特定残基处共价标记程度的变化可用于探测蛋白质的HOS变化（图1）。在这篇文章中，作者使用DEPC共价标记联用质谱，以利妥昔单抗作为单抗药物的模型，以期在远低于mAb治疗药物熔点的温度下能够特异性检测细微HOS变化，并通过活性测定进行验证。图1. DEPC 标记与质谱联用分析单抗药物结构的流程在通过共价标记研究热应力（heat stressed）利妥昔单抗之前，作者使用CD光谱、荧光光谱和动态光散射(DLS)来识别加热对蛋白质结构的干扰。发现当在低于其熔点的温度下加热利妥昔单抗4小时时，这三种技术在45°C或55°C时无法检测到显著的结构变化，而在65°C时仅显示出轻微的变化。随后作者团队使用DEPC CL-MS探测利妥昔单抗的细微结构变化。在45°C压力下的利妥昔单抗样品中发现DEPC标记水平的变化较少，大多数变化是由于蛋白质受热去折叠导致的标记增加（图2），且可变区的变化远少于恒定区。超过70%的标记变化发生在Tyr、Ser和Thr残基处，而发生在His和Lys残基处的标记变化始终小于20%。标记变化表明，45°C时的结构变化主要是局部微环境的变化，而非溶剂可及性差异显著的大结构变化，也就是说修饰位点分散在整个蛋白质结构中，而不是集中在蛋白质的某些区域。图2. 45°C 热应力 4 h 后 DEPC修饰程度的变化。饼图表示在利妥昔单抗的每个结构域内标记变化显著的修饰残基比例。红色代表标记增加，而蓝色代表减少。条形图表示共价标记变化程度低 (L)、中 (M) 和高 (H)的残基数量。活性测定能反映一定程度的结构变化对利妥昔单抗活性的影响，从而验证DEPC标记结果。桥接ELISA的结果表明，在预热至45°C后，利妥昔单抗的Fc结合活性没有显著变化（图3a），Fc区域的CDC活性估计在45°C热应激后保持不变（图3b），利妥昔单抗的Fab结合活性估计与对照样品没有差异（图3c）。活性测定结果表明蛋白质在45°C时没有发生显著的结构变化。在Fab和Fc区域中标记变化的残基数量相对较少，主要标记对局部微环境变化更敏感的Tyr、Ser和Thr残基。修饰位点分散在整个蛋白质中，对Fab和Fc区域的构象几乎没有影响，与共价标记质谱联用的测定结果相吻合。图3.使用单抗活性测定验证CL-MS实验揭示的结构变化。Fc区的结构完整性通过(a)测量Fc与捕获抗体结合的利妥昔单抗桥接ELISA和(b)测量补体依赖性细胞毒性的Alamarblue测定来评估。Fab区域的结构完整性通过(c)Raji细胞下拉试验评估，测量Fab与B细胞CD20抗原的结合。55°C加热4h后利妥昔单抗所有结构域的残基修饰程度都发生了显著的变化，尤其是Fab区域的VH和VL结构域。（图4）加热至55°C时，His和Lys残基处发生的标记变化几乎是45°C的两倍，表明蛋白质在这些区域展开；Fab区域标记水平发生显著变化，特别是在VH、VL和CL域。这表明利妥昔单抗的Fab区域存在局部结构变化，据报道这也是IgG1分子中对热应激最敏感的区域。Fc区域中没有观察到类似的发生标记变化的残基聚集，Tyr、Ser和Thr处的大多数标记变化为中度或高度变化，这些结果表明蛋白质拓扑结构可能发生变化。图4. 55°C 热应力 4 h 后 DEPC修饰程度的变化。饼图表示在利妥昔单抗的每个结构域内标记变化显著的修饰残基比例。红色代表标记增加，而蓝色代表减少。条形图表示共价标记变化程度低 (L)、中 (M) 和高 (H)的残基数量。尺寸排阻色谱(SEC)测量表明在65°C加热条件下存在高分子量物质。将DEPC CL-MS方法应用于65°C热应力的利妥昔单抗后，发现所有利妥昔单抗结构域的标记发生显著变化（图5），主要体现为标记的减少，这可能是因为蛋白质聚集。利妥昔单抗的Fab和Fc区均发现标记减少的残基簇，活性测定结果显示Fc结合和CDC活性的降低（图3），说明了Fc区特别是CH3结构域的标记变化，与DEPC标记结果一致。图5. 65°C 热应力 4 h 后 DEPC修饰程度的变化。饼图表示在利妥昔单抗的每个结构域内标记变化显著的修饰残基比例。红色代表标记增加，而蓝色代表减少。条形图表示共价标记变化程度低 (L)、中 (M) 和高 (H)的残基数量。总结DEPC标记技术的结构分辨率和灵敏度足以探测细微的蛋白质构象变化，该技术与质谱联用可在低于Tm的温度下揭示利妥昔单抗中的细微HOS变化，与经典的生物物理技术互补。总体而言，鉴于CL-MS简便、灵敏的特点，该方法将适用其他抗体药物的结构研究。

大家好，本周为大家分享一篇发表在Analytical Chemistry上的文章，Microfluidic Platform for Time-Resolved Characterization of Protein Higher-Order Structures and Dynamics Using Top-Down Mass Spectrometry [1]，文章的通讯作者是北京大学生物医学前沿创新中心的王冠博教授和中国科学院深圳先进技术研究院的门涌帆副研究员。　　蛋白质的高阶结构和动力学特性对理解蛋白质的生物学功能和揭示其潜在机制至关重要。自顶向下质谱法(Top-down MS)在完整蛋白水平和肽段碎片水平都能获得结构信息。非变性Top-down MS可以分析蛋白质复合体的结构以及完成亚基鉴定和修饰分析。自顶向下氢/氘交换质谱(Top-down HDX MS)为构象或结合界面分析提供了高空间分辨率，并实现了构象特异性表征。微流控芯片可以为这些质谱工作流程的前端反应提供优越的平台。然而，目前大多数质谱微芯片装置是为Bottom-up或Top-down蛋白质组学设计的。本文中，作者提出了一种用于蛋白质高阶结构和动态Top-down MS分析的芯片设计策略。它适用于时间分辨的非变性质谱和HDX质谱，该设计旨在有效电离完整的蛋白质复合物，灵活控制多种反应物流动，并在较大的流速范围内精确控制反应时间在亚微升/分钟。本文通过对单克隆抗体、抗体-抗原复合物和共存蛋白构象等体系的分析来验证该装置的性能。　　TDK-MS(Top-down and kinetic MS)芯片的结构如图1A所示，该方法可以有效电离完整的蛋白质，包括单克隆抗体(mAb)和抗体-抗原复合物(图1 B, C)。　　图1. 完整蛋白质和蛋白质复合体在非变性条件下的高效电离　　虽然分析蛋白质组合化学计量学和监测构象变化需要保持蛋白质高阶结构和非共价相互作用的完整性，然而为了推导结构信息或在串联MS中展开蛋白质以提高碎裂效率，往往需要不同程度的变性来产生亚复合体，因此变性剂的浓度和变性的时间对变性程度至关重要。本文中，作者采用交错人字微结构(Herringbone microstructure, HM)(图2A, B)，并对其性能进行了评估(图2C−E)。如此高的混合效率为进一步微型化芯片混合模块提供了可能。在监测Mb的变性时，作者使用TDK-MS芯片和商用混合三通管平行混合holo-Mb溶液(5 μM)与乙腈(ACN)，并比较它们在混合比例变化时的响应(图2F)。TDK-MS芯片在非变性和变性条件之间切换的快速响应通过NIST mAb的变性得到了证明，在向NIST mAb溶液中添加甲酸后，响应时间小于5分钟(图2G)。　　图2. 高效混合和快速响应的流体控制　　微芯片的灵活通道设计允许引入独立控制的溶液。例如，尽管酸和有机溶剂都能诱导变性，但这两种变性剂同时存在时，对变性途径的影响是不同的。Mb和Hb是血红素蛋白，其中血红素基团分别非共价连接在1条多肽链和4条非共价组装链上，因此这是研究共存复合体解离动力学和亚基构象变化的理想模型。将5 μM holo蛋白溶液与ACN和FA按一定的混合比例依次混合，可以通过解离产物的出现和蛋白质离子电荷态分布的变化来表征复杂的解离和蛋白质的展开。在固定ACN浓度下，随着FA浓度从0.01增加到0.3% (v/v)，依次观察到的主要现象是血红素丢失、apo-Mb展开以及折叠的holo-Mb转化为展开的apo-Mb(图3A)。相比之下，在FA浓度恒定的情况下，当ACN从1增加到50%时，Mb主要表现为血红素损失，只有中等程度的apo-Mb展开，这可能是由于展开的部分迅速聚集(图3B)。　　图3. (A)增加FA浓度，固定ACN浓度和(B)增加ACN浓度，固定FA浓度时获得的Mb和Hb的质谱图。　　在HDX MS检测中，TDK-MS芯片提供了快速和有效的氘代及淬灭，精确控制HDX反应时间，并在2H-标记形式下高效电离完整蛋白质(图4)。　　图4. 2H标记完整的(A)Mb、(B)Hb α亚基和(C)Hb β亚基在不同反应时间下的HDX质谱图　　由于过大的流速不利于电离效率，并且有可能会增加堵塞或流动中断的风险，因此流速应保持在最佳范围内，这又限制了混合通道中HDX时间的可调节范围，从而影响了HDX动力学分析的灵活性。为了解决这一问题，作者设计了一个具有多个不同长度反应通道的混合模块，在不更换芯片的情况下，除了改变流速外，还可以通过通道切换在更大范围内调整反应时间。在原型芯片中，5个不同长度的通道可以在对蛋白质电离和流动稳定性都最优的流速下，产生从几秒到几分钟不等有效的HDX时间(图5)。　　图5. Top-Down HDX MS 分析　　本文中作者开发的策略将有利于生物大分子结构的精细分析，并有助于质谱微芯片的方法开发。

血红蛋白(Hb)是红细胞中的一种关键蛋白质，负责氧气的运输。它由α和β亚基组成，形成四聚体结构，通过氧合(relaxed)和脱氧(tense)状态之间的变构转变来实现氧气的运输。Hb作为一个重要的模型蛋白，广泛应用于蛋白质基础特性的研究以及包括质谱技术在内的分析化学方法的开发。研究中使用的Hb样品通常从化学公司购买(商业Hb)或从哺乳动物血液中新鲜提取(血液Hb)，尽管理论上商业Hb和血液Hb都应该反映血红蛋白的天然活性和三维构象，但先前的电喷雾离子化质谱(ESI-MS)分析显示，这两种Hb来源的性质存在差异，这可能与商业Hb在制备过程中的变性有关。迄今为止，商业Hb和血液Hb之间的结构差异仅使用Native ESI-MS进行过研究。考虑到Native MS不同纯化方法(缓冲液置换、脱盐)对样品的影响，本文尝试使用氢/氘交换质谱(HDX-MS)对血液Hb和商业Hb中的血红蛋白复合物进行比较研究。与Native ESI-MS相比，HDX-MS对不挥发性盐的耐受性要高得多，这主要是由于肽段的脱溶剂效率高于完整蛋白质。在本研究中，作者直接对商业Hb和血液Hb进行了HDX-MS分析，得到的HDX-MS结果与Native ESI-MS数据非常吻合，证实商业Hb已广泛变性形成二聚体物质。对于Native ESI-MS，作者认为缓冲液置换方法对于检测结果具有一定的影响。图1和图2分别展示了血液Hb和商业Hb样品在经过不同次数的缓冲液置换后得到的Native ESI-MS谱图。由图1可见，血液Hb在经过1-5次缓冲液置换后，其质谱图谱从主峰为单体型信号逐渐转变为由二聚体和四聚体信号峰主导，表明缓冲液置换次数对样品结构的完整性有显著影响。图2表明商业Hb在0-4次缓冲液置换后，其质谱图谱从主峰为单体型信号逐渐转变为由二聚体信号主导，最终在四次置换后显示出二聚体为基峰，表明商业Hb在多次置换后更倾向于形成二聚体结构。图1.缓冲液置换(A)1、(B) 2、(C) 4和(D)5次后获得的血液Hb的ESI质谱图。红色符号αh, βa、D、Q分别代表单体全α亚基、单体apo-β亚基、二聚体αhβh和四聚体(αhβh)2离子。标有星号(*)的信号对应电流噪声。图2.缓冲液置换(A)0、(B) 1、(C) 2和(D)4次后获得的商业Hb的ESI质谱图。红色符号αh, βaox、D、D-h，(D-h)ox，Q代表单体全α亚基、氧化单体apo-β亚基、二聚体αhβh、二聚体αhβa、 氧化二聚体αhβaox和四聚体(αhβh)2离子。B和D的插图分别对应β的扩展峰βaox和(D-h)ox。单氧化、二氧化和三氧化物质表示为βaox/(D-h)ox+O, βaox/(D-h)ox+2O 和βaox/(D-h)ox+3O。标有星号(*)的信号对应电流噪声。由于Native ESI-MS分析的可靠性在很大程度上依赖于样品处理方法，因此有必要开发一种互补方法来分析高阶蛋白质复合物的完整性。作者采用HDX-MS来查看是否可以获得血液Hb和商业Hb样品的一致结构信息。图3展示了血液Hb和商业Hb的HDX-MS速率曲线。这些曲线显示了不同时间点上肽段的氘化水平，揭示了两种样品在结构上的显著差异。血液Hb的肽段氘化水平普遍低于商业Hb，特别是在α亚基的33-46及130-141段和β亚基的33-41及130-146段，这表明新鲜血红蛋白在这些区域的溶剂可及性较低，结构更稳定。相反，商业Hb在这些区域显示出更高的氘化水平，暗示其结构可能已经发生了部分解离，增加了溶剂可及性。 图3.血液Hb(绿色曲线)和商业Hb(红色曲线)酶切片段的HDX速率曲线。每个数据点报告三次试验的平均值，误差线表示三次试验的标准偏差。为了将HDX结果与Hb的三维结构相关联，将t = 180 min时两个Hb样品之间的氘代水平差异映射到天然氧合血红蛋白晶体结构(PDB：1LFQ)中，如图4所示。在 t = 180 min时，商业 Hb 的氘水平分别α 130-141和β 130-146比血液Hb高18.9%和26.6%。更高的氘吸收量意味着在这两个区域中商业Hb的溶剂可及性更高。α 130-141和β 130-146分别属于α 1α 2(图4A)和β1β2(图4B)界面。这两个链段中溶剂可及性的增加可能是因为天然四聚体(αhβh)2解离成二聚体αhβh亚复合物，这将导致α1α2和β1β2界面相互作用的破坏。这一推论与Native ESI-MS分析结果一致，即商业Hb的质谱基峰是二聚体信号(图2D)，而血液Hb的质谱基峰是四聚体信号(图1D)，进一步验证了商业Hb样品在制备和存储过程中可能经历了结构变化。图4.人氧合血红蛋白(PDB：1LFQ)的晶体结构，包括亚基(A)α1和α2，(B)β1和β2，(C)α1和β2，以及(D)α1和β1。根据t = 180 min时商业Hb和血液Hb之间氘代的百分比差异对结构进行着色。总的来说，本文通过Native ESI-MS和HDX-MS来表征商业Hb和血液Hb之间的差异。发现血液Hb主要保持四聚体结构，而商业Hb则主要表现为二聚体，且在商业Hb中观察到更多的氧化形式。这些发现强调了在进行生物医学研究前验证蛋白质高阶结构完整性的重要性，并展示了两种质谱技术在分析蛋白质结构变化中的互补性。